Resurgence of Colistin: A Review of Resistance, Toxicity, Pharmacodynamics, and Dosing

Lauren M. Lim, Pharm.D.; Neang Ly, B.S.; Dana Anderson, Pharm.D.; Jenny C. Yang, Pharm.D.; Laurie Macander, Pharm.D.; Anthony Jarkowski, III, Pharm.D.; Alan Forrest, Pharm.D.; Jurgen B. Bulitta, Ph.D.; Brian T. Tsuji, Pharm.D.

Posted: 12/09/2010; Pharmacotherapy. 2010;30(12):1279-1291. © 2010 Pharmacotherapy Publications
Abstract and Introduction

Abstract

Colistin is a polymyxin antibiotic that was discovered in the late 1940s for the treatment of gram-negative infections. After several years of clinical use, its popularity diminished because of reports of significant nephrotoxicity and neurotoxicity. Recently, the antibiotic has resurfaced as a last-line treatment option for multidrug-resistant organisms such as Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, and Klebsiella pneumoniae. The need for antibiotics with coverage of these gram-negative pathogens is critical because of their high morbidity and mortality, making colistin a very important treatment option. Unfortunately, however, resistance to colistin has been documented among all three of these organisms in case reports. Although the exact mechanism causing colistin resistance has not been defined, it is hypothesized that the PmrA-PmrB and PhoP-PhoQ genetic regulatory systems may play a role. Colistin dosages must be optimized, as colistin is a last-line treatment option; in addition, suboptimal doses have been linked to the development of resistance. The lack of pharmacokinetic and pharmacodynamic studies and no universal harmonization of dose units, however, have made it difficult to derive optimal dosing regimens and specific dosing guidelines for colistin. In critically ill patients who may have multiorgan failure, renal insufficiency may alter colistin pharmacokinetics. Therefore, dosage alterations in this patient population are imperative to achieve maximal efficacy and minimal toxicity. With regard to colistin toxicity, most studies show that nephrotoxicity is reversible and less frequent than once thought, and neurotoxicity is rare. Further research is needed to fully understand the impact that the two regulatory systems have on resistance, as well as the dosages of colistin needed to inhibit and overcome these developing patterns.

Introduction

Antimicrobial resistance has become a worldwide health care crisis with many pathogens showing limited or no susceptibility to currently available antimicrobial treatments. Gram-negative infections are of even more concern because of the lack of effective treatments and the limited number of antibiotics in development to treat these potentially lethal pathogens.[1–5] No new antibiotics with activity against multidrug-resistant (MDR) gram-negative bacteria are expected to be released within the next 5 years. This emphasizes the need for last-line options, such as colistin, in cases where pathogens are resistant to all other antibiotics.
Colistin, a polymyxin antibiotic (polymyxin E), was first discovered in the 1940s but was not used clinically until the late 1950s. Historically, colistin was used to combat infections caused by problematic gram-negative bacteria. Reports of nephrotoxicity and neurotoxicity, however, deterred physicians from using the antibiotic, especially with the emergence of other antibiotics (e.g., aminoglycosides) that were less toxic. Between the 1970s and 1990s, colistin was not used often, and the number of studies analyzing its use and pharmacology was minimal.[5]
Recently, the lack of treatment options for MDR bacteria such as Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, and Klebsiella pneumoniae, has led to the reemergence of colistin as an antimicrobial therapy. Because such a large gap exists between the years that colistin was used clinically, available pharmacokinetic and pharmacodynamic data are very limited. Thus, information regarding colistin toxicities and optimum dosing is not well defined, and no universal dosing for the antibiotic exists. In addition, reports have begun to surface of colistin resistance among the organisms that the drug is currently being used to treat.[1, 2] This increased rate of resistance has emphasized the need to provide adequate, effective dosing with minimal toxicity. To review the pharmacology, resistance, toxicities, pharmacodynamics, and dosing considerations associated with colistin, we performed a search of the MEDLINE database for journal articles published from 1945–May 2010.

Dosage Forms, Elimination, Mechanism of Action, and Spectrum of Activity

Colistin is available in two forms, colistin sulfate and colistimethate sodium, administered topically and parenterally, respectively. Both forms can be inhaled. It is extremely important to note that the two forms are not interchangeable. Colistin sulfate is cationic and stable, whereas colistimethate sodium is anionic and not stable in vitro or in vivo.[6, 7] Colistimethate sodium is the form that is safer to administer parenterally because of its lower rate of toxicity.[8] As a prodrug, colistimethate sodium is readily hydrolyzed to form partially sulfomethylated derivatives, as well as colistin sulfate, the active form of the drug.[8] This hydrolysis of colistimethate sodium to colistin is a very important step in providing the drug's antimicrobial activity. Until colistin is formed, colistimethate sodium by itself has been shown to display little to no antibacterial activity and is considered an inactive prodrug of colistin.[8]
Colistimethate sodium is eliminated mainly by the renal route, with a fraction of the dose being converted to active colistin in vivo. Colistin undergoes extensive renal tubular reabsorption and therefore is mainly cleared by nonrenal mechanisms.[9, 10] The mechanism behind colistin's bactericidal ability is thought to be indistinguishable from that of polymyxin B, the standard of the polymyxins.[11] Colistin is polycationic and has both hydrophilic and lipophilic moieties. These interact electrostatically with the outer membrane of gram-negative bacteria and competitively displace divalent cations from the membrane lipids, specifically calcium and magnesium.[12] This disrupts the outer membrane and releases lipopolysaccharides.[13] Change in the permeability of the bacterial membrane leads to leakage of the cell content and subsequently cell lysis and death.[2–4] Colistin also has the ability to bind and neutralize the lipopolysaccharide molecule of bacteria, giving it antiendotoxin activity.[2] Colistin has a narrow antibacterial spectrum of activity, with susceptibility mostly against common gram-negative isolates. Most significantly, it displays in vitro activity against MDR gram-negative pathogens such as A. baumannii, P.aeruginosa, and K. pneumoniae. Colistin also has activity against other isolates, such as Enterobacteriaceae,Stenotrophomonas maltophilia,Escherichia coli, Salmonella species, Shigella species, Haemophilus influenzae, Bordetellapertussis, and Legionella pneumophila.[2]

Reports of Colistin Resistance


As mentioned earlier, in the case of MDR gramnegative organisms such as A. baumannii, P.aeruginosa, and K. pneumoniae, the need for alternative treatments has led to the reemergence of colistin. Although colistin has been shown to be effective for the treatment of a wide variety of infections,[3, 14] its use for treating infections caused by these three gram-negative organisms has been impeded by occurrences of colistin resistance. Development of resistance to colistin is a serious concern. As colistin is the last line of defense against these virulent pathogens, resistance to this antibiotic may have devastating effects if no other treatment options are available to combat the infection. Cases of colistin resistance, as well as the mechanisms behind its development, are discussed in the following sections.

Acinetobacter baumannii

The increasing prevalence of A. baumannii infections coupled with its escalating resistance to available treatments and the lack of drug development to cover this pathogen has made it one of the most difficult gram-negative infections to treat and control.[1, 15] The Clinical and Laboratory Standards Institute susceptibility breakpoint for A. baumannii is 2 mg/L or lower, and the resistance breakpoint is 8 mg/L or higher.[16] Although colistin is often considered a reliable agent to treat A. baumannii, reports of resistant strains to this antibiotic are on the rise.[17–20] Recent studies have shown varying rates of resistance as well as the occurrence of hetero-resistant strains (Table 1).[15, 17–29]
In one study, 265 strains of Acinetobacter were collected from two Korean hospitals.[18] Of those 265 isolates, 214 (81%) were determined to be A.baumannii. With use of the broth microdilution method, 27.9% of these isolates were found to be resistant to colistin (minimum inhibitory concentration [MIC] > 16 mg/L) with a minimum concentration required to inhibit 90% of bacteria (MIC90) of 32 mg/L. The A. baumannii strains were further classified into three subgroups based on phylogenetic clustering. In subgroups II and III, most isolates were colistin resistant (64.8% and 88.9%, respectively) but typically remained susceptible to other conventional antibiotics (carbapenems, β-lactams, and ciprofloxacin). In contrast, the A. baumannii isolates in subgroup I had a much lower rate of resistance to colistin (7%), with an increased resistance profile to other antimicrobials.
Similar results were seen in a second study, which compared 17 colistin-resistant isolates of A. baumannii to 17 susceptible strains.[21] Like the previous study, this study also used the broth microdilution method for MICs. Generally, the strains resistant to colistin had increased susceptibility to conventional antibiotics, with substantial decreases in the MICs (up to 16 times lower). The colistin-resistant strains were also found to have a decreased ability to form biofilms, which is associated with diminished antibiotic susceptibility in A. baumannii.[21]
In several studies, colistin also exhibited heteroresistance.[15, 19, 22, 23] Heteroresistance occurs when subpopulations within the strain exhibit reduced susceptibility although the overall MIC is not altered. This makes detection of resistant subpopulations impossible with MIC alone. In one study of 16 A. baumannii isolates, all 16 strains were initially susceptible to colistin with an MIC of 2 mg/L or lower.[15] However, when concentrations of colistin up to 32 times MIC were used, significant regrowth of A.baumannii was noted at 24 hours. By the conclusion of the study, 15 of 16 isolates exhibited heteroresistance. Other studies had similar outcomes, with some heteroresistant strains showing regrowth within 6 hours, regardless of the dosing schedule initiated.[30–32]
A recent study of clinical isolates from the Western Pacific region showed 1 (3.3%) of 30 isolates to be resistant to colistin and 7 isolates (23%) to be colistin heteroresistant.[19] Although lower than that of previously reported cases of colistin resistance or heteroresistance, these findings still emphasize not only the need for adequate dosing, but also the potential use of combination therapy to eradicate these resistant subpopulations.

Pseudomonas aeruginosa

The high mortality rate associated with P.aeruginosa is in part related to its multiple mechanisms of resistance, with some clinical isolates showing panresistance to all United States Food and Drug Administration–approved antibiotics.[1] It has a Clinical and Laboratory Standards Institute susceptibility breakpoint of 2 mg/L or lower, and a resistance breakpoint of 4 mg/L or higher. Infections and resistance due to P. aeruginosa is of even more concern in patients with cystic fibrosis, as it is the most common colonizing pathogen in the lungs and has higher rates of resistance in this population.[25] Although colistin is usually regarded as salvage therapy and is sometimes the only therapeutic option to treat P. aeruginosa, cases of isolates resistant to colistin have emerged (Table 1).
In 385 strains of P. aeruginosa isolates from 57 adults with cystic fibrosis, only 34.9% of nonmucoid and 51.9% of mucoid strains were susceptible to colistin (MIC < 0.5 mg/L).[25] Furthermore, the MIC distribution pattern in this study showed two populations of MICs, which may be indicative of emerging resistance.
A second study of 23 clinical isolates from patients with cystic fibrosis found 11 of these strains to be resistant to colistin, with MICs exceeding 128 mg/L.[24] Also, cases of colistinresistant P. aeruginosa were seen in six children with cystic fibrosis after they received aerosolized colistin for a mean duration of 3.1 years.[26] This rise in colistin resistance by P. aeruginosa is beginning to surface in the cystic fibrosis population, possibly secondary to the widespread use of inhaled colistin in these patients. Because P. aeruginosa plays a large role in the lung destruction and eventual respiratory failure seen with cystic fibrosis, continued development of resistance would be detrimental.

Klebsiella pneumoniae

The need for alternative antimicrobials to treat K. pneumoniae has risen with the increased prevalence of K. pneumoniae carbapenemases-, extended-spectrum β-lactamase (ESBL)-, and metallo-β-lactamase (MBL)-producing strains of this bacteria. Although reports of colistin resistance with this pathogen are sparse, they are significant, as current and future treatment options for ESBL- and MBL-producing K.pneumoniae are limited.
In one study, 18 colistin-resistant (MIC > 8 mg/L) K. pneumoniae isolates were obtained from 13 patients over a 16-month period in an intensive care unit in Greece.[27] All of these patients had a long duration of both colistin treatment (median 27 days) and hospitalization (median 69 days), which likely contributed to the development of resistance. Most recently, 6.8% (15 of 221 isolates)[29] and 27.3% (6 of 22 isolates)[28] of collected K. pneumoniae isolates were found to be colistin resistant in South Korea and Australia, respectively.

Mechanisms of Resistance

Resistance to colistin can develop through adaptive or mutational mechanisms, with almost complete cross-resistance existing between colistin and other polymyxins.[4] A variety of gene mutations cause resistance to colistin by altering the outer membrane of gram-negative bacteria, which is colistin's site of action. Although data on the precise mechanism of resistance are scant and appear to be dependent on specific bacteria, the PmrA-PmrB and PhoP-PhoQ regulatory systems play important roles in its development (Table 2).[33–49] Two-component regulatory systems, such as PmrA-PmrB and PhoP-PhoQ, allow bacteria to respond to environmental changes by modifying the expression of genes. When these regulatory systems interact with one another, they have been shown to have even more profound effects.[33]
One mechanism of resistance involves changes in the structure of the bacteria's negatively charged surface lipopolysaccharides and lipid A. These modifications occur as a result of the activation of the PmrA-PmrB system, which is regulated by the PhoP-PhoQ system, but can also act independently in mildly acidic conditions or with high concentrations of iron.[34, 35] The PmrAPmrB system regulates two loci, PmrE and PmrHFIJKLM, which are responsible for the changes in lipid A and are essential for polymyxin resistance.[34, 36–40] When activated, the PmrA-PmrB system adds ethanolamine to the phosphate groups of the lipopolysaccharides and lipid A and also inserts aminoarabinose at the 4' phosphate of lipid A.[34, 35, 41, 42] These changes lower the overall charge of the lipopolysaccharide, thereby reducing the binding affinity of the cationic polymyxins.[43]
Environmental pH and magnesium concentrations are two environmental factors that appear to greatly affect the expression of the bacteria's genes and the subsequent development of resistance. In one study of Salmonella enterica grown in 10 mM magnesium chloride at a pH of 5.8, the organisms were approximately 100,000 times more resistant to polymyxin B than strains grown at a pH of 7.7.[41] This increase is attributed to increased activation of the PmrA-PmrB system at slightly acidic pH values and micromolar magnesium concentrations. It may be possible to monitor or correct pH and magnesium levels in order to help prevent resistance due to these environmental factors, but more information is needed before this can be determined. Because studies examining environmental pH and magnesium compared with the rate of resistance are limited, it remains unclear what steps clinicians should take. It is clear, however, that the effects of pH and magnesium require an active PmrA-PmrB system. The PmrA null mutants have failed to exhibit polymyxin resistance.[44]
Low magnesium concentrations also lead to the development of resistance by activating PhoP and PmrA, which not only modifies the bacteria's lipopolysaccharides but also increases the expression of a gene that has been shown to be a major factor in the development of resistance—the OprH gene.[33, 35, 37, 44] The OprH, PhoP, and PhoQ genes form an operon that is controlled by both PhoP and magnesium concentrations and contributes to polymyxin resistance.[35, 45] The OprH gene, which lies immediately downstream from the PhoP-PhoQ regulatory system, encodes an outer membrane protein, OprH, that has enhanced expression in low magnesium level conditions.[36] These OprH proteins occupy membrane magnesium sites and reduce the binding sites for colistin, therefore contributing to resistance.[35, 45–47]
The presence of exogenous polyamines (spermidine, spermine, putrescine, and cadaverine) has also been shown to induce the expression of the OprH-PhoP-PhoQ operon, resulting in increased MICs of not only polymyxins, but also aminoglycosides, quinolones, and fluorescent dyes against P.aeruginosa, regardless of the presence of cations.[48] Although OprH is presumed to play a role in resistance, it has been proven that its presence is not necessary for resistance to occur, since OprHdeficient strains of P. aeruginosa remain polymyxin resistant.[33] Similarly, studies have shown that although PhoP is essential for the transcription of the OprH-PhoP-PhoQ operon, PhoP-null strains of P. aeruginosa retain polymyxin resistance.[45] This is significant as it exemplifies the independent role that the PmrAPmrB system plays in polymyxin resistance, as well as the potential for other unidentified mechanisms of resistance.
Recently, the morphology and topography of colistin-resistant bacteria have been found to differ from that of colistin-susceptible cells, which could give us further insight into the genetic mechanisms leading to colistin resistance.[49] An atomic force microscopy study was performed of both colistin-resistant and colistin-susceptible strains at different growth phases.[49] Compared with spherically shaped colistin-resistant bacteria at early and mid-logarithmic phases, susceptible cells were found to be rod shaped with pili present at all phases. The number and length of pili for colistin-resistant cells were greatly reduced, which the authors note could be the reason colistinresistant cells are unable to form a biofilm. In addition, colistin-resistant cells had a greater topographic variability and finer surface texture. In the stationary phase, elongated worm-like cells were more prevalent in the susceptible group versus the resistant group, which showed more heterogeneity among the cells in this phase. Of interest, levels of bacterial outer membrane damage after treatment with colistin were similar for both susceptible and resistant cells, showing the ability of colistin-resistant cells to maintain interaction with the outer membrane.[21, 49] Based on these findings, it is evident that specific studies examining the genetic mechanisms behind these morphologic and topographic differences need to be performed, so that we may better understand the resistance associated with colistin.

Toxicity

Early use of colistin was linked to multiple reports of nephrotoxicity and neurotoxicity.[2] It was from this fear of toxicity that its use was halted shortly thereafter.[2–4, 50–52] Reports over the past decade, however, have shown that the toxicity associated with the polymyxins is much less than originally believed.[5, 50, 53–56] The results from earlier reports were most likely a result of a lack of pharmacokinetic, pharmacodynamic, and toxicity studies.[2] Also, incorrect dosing, which may have resulted directly from confusing dosage forms and units, and the presence of other nephrotoxic drugs or conditions may have contributed to these toxicities.[57] Several studies have since examined the safety of colistin, and their results give us further insight into the toxicities associated with the antibiotic (Table 3).[51, 53–56, 58–62]

Nephrotoxicity

Several studies have proven satisfactory safety profiles with intravenous colistimethate sodium 160 mg 3 times/day in patients with normal renal function.[58, 63, 64] The authors of two studies found that no serious adverse effects occurred with this dosage regimen in the cystic fibrosis populations that they studied, and that there were no notable changes in renal function.[58, 63] Furthermore, colistin has recently been found to have a more favorable toxicity profile compared with the aminoglycosides, which were originally used in place of colistin because of their suspected decrease in toxic effects.[55, 65] Another group found an observable decrease in renal function in patients receiving aminoglycosides, which was further worsened by coadministration of colistin.[55] Colistin used as monotherapy or in combination with nonnephrotoxic antibiotics, however, did not appear to cause renal damage. Two additional studies concluded that colistin was generally well tolerated in critically ill patients.[53, 59] In one of the studies,[59] serum creatinine level slightly increased by 0.25 mg/dl from baseline during treatment, but it is important to note that the study was performed in patients with decreased renal function.
Although this increase in creatinine level is of concern, no serious adverse effects occurred, and there were no data suggesting renal toxicity. Although the nephrotoxicity associated with colistin is not as toxic as originally thought, it is still an adverse effect that must be considered when administering the antibiotic. A few recent studies have given us more insight into colistin-induced renal impairment. One group of authors examined the occurrence of acute renal failure with use of the RIFLE—risk, injury, failure, loss, and end-stage kidney disease—criteria, by completing a retrospective review of patients (aged ≥ 18 yrs) who received intravenous colistimethate sodium (≥ 72 hrs) between January 2003 and December 2007.[60] Among the 66 patients, they found that the peak serum creatinine level during colistimethate sodium treatment met the RIFLE criteria for nephrotoxicity in 45% of patients, and that 21% of patients stopped colistimethate sodium therapy due to nephrotoxicity. The probability of renal toxicity increased in proportion to the overall total colistimethate sodium dose, and patients who received colistimethate sodium for longer than 14 days were 3.7 times more likely to experience nephrotoxicity. These findings are consistent with those of another group, who similarly found the change in serum creatinine level to be correlated with the cumulative dose of colistimethate sodium administered in their prospective cohort study.[61] Also, in the first study mentioned, the authors found that serum creatinine levels returned to baseline within 1 month after cessation of colistin,[60] suggesting reversibility of nephrotoxicity after discon- tinuation. A third group of authors performed a case-control study to evaluate the occurrence of nephrotoxicity and to analyze the characteristics and risk factors of patients who develop nephrotoxicity. [62] Hypoalbuminemia and concomitant use of a nonsteroidal antiinflammatory drug were the only statistically significant independent risk factors.

Neurotoxicity

Adverse effects such as paresthesias, visual alterations, ataxia, and neuromuscular blockade are possible with polymyxins as a class. These neurologic effects, however, are usually reversible after the cessation of treatment and usually occur in patients receiving prolonged treatment. Cases of neurotoxicity due to colistin have been mild and rare, with the current rate of neurotoxicity estimated to be 0–7%.[66] Little to no data exist on colistin alone causing neurotoxicity in patients. One study showed that in 21 patients treated with colistin for ventilator-associated pneumonia, there were no reports of neuromuscular blockade after patients were evaluated with an electro-physiologic study to detect the presence of neuromuscular transmission blockade and critical illness polyneuropathy.[67] Colistin was concluded to be a safe treatment alternative. Another study that included 17 patients who received colistin for more than 4 weeks of treatment, found that one patient appeared to develop neuropathy believed to be caused by colistin.[59] The authors concluded that despite this one finding, colistin was a safe and efficacious alternative therapy.

Summary

The toxicities associated with colistin have been found to be better correlated with the total cumulative amount of colistimethate sodium administered versus single or daily doses, and may occur more frequently in patients with hypoalbuminemia and concurrent nonsteroidal antiinflammatory drug use. Taking these risk factors into consideration when dosing can help to prevent adverse events. Although recent studies have found colistin-induced serum creatinine level increases, this adverse effect has been found to be reversible. Overall, many studies have shown that colistin is generally well tolerated, with less nephrotoxicity and neurotoxicity than was once thought.

Optimization of Colistin Dosing

Lack of Universal Dose Unit

We refer the reader to excellent review articles that extensively address this contemporary issue.[2, 5, 68] The limited data on colistin's pharmacokinetic and pharmacodynamic properties create immense confusion in assessing optimal dosing regimens that maximize antibacterial activity and minimize toxicity.[2, 5] Before attempting to determine optimal dosages for colistin, a universal dose unit measurement is needed when referring to the amount of drug being administered. The uncertainty related to dosing colistin is because some products use milligrams, whereas others use international units (IU). It has been established that there are approximately 12,500 IU per 1 mg of colistimethate sodium.[5] For example an average dose of colistimethate sodium is 2 million IU, which corresponds to 160 mg of drug.
To add further confusion, some products use milligrams of "colistin base activity" rather than milligrams of colistimethate sodium. It must be emphasized again that colistimethate sodium and colistin cannot be used interchangeably, especially when dosing. There are approximately 2.67 mg of colistimethate sodium per 1 milligram of colistin base.[5] To continue the example above, 2 million IU equals 160 mg of colistimethate sodium, which is equivalent to approximately 60 mg of colistin base. As can be seen by this complexity, the use of a unified dosage form and unit would greatly benefit the discussion of colistin dosing.

Discrepancies between Recommended Dosage Regimens

Once the proper dosage form and unit are established, the optimal dosage for patients must be decided. Because colistin is an older drug, there is little to no information on pharmacokinetics, pharmacodynamics, and toxicity to establish a safe and effective dosage regimen. Therefore, current dosage regimens are primarily derived from manufacturers' package inserts. The manufacturer of Colomycin (Xellia Pharmaceuticals, Copenhagen, Denmark) recommends that patients weighing more than 60 kg receive 1–2 million IU 3 times/day, equivalent to colistimethate sodium 80–160 mg 3 times/day, with a recommended daily upper limit of 6 million IU, or 480 mg of colistimethate sodium.[69] The manufacturer of Coly-Mycin M (Parkedale Pharmaceuticals, Inc., Rochester, MN) recommends 2.5–5 mg/kg/day colistin base activity in 2–4 divided doses, equivalent to colistimethate sodium 6.67–13.3 mg/kg/day or 83,375–166,250 IU/kg/day.[70] The recommended maximum daily dose of colistin is 10 million IU, or 800 mg of colistimethate sodium, from the manufacturer of Coly-Mycin M, which is approximately double the recommended daily dose from the manufacturer of Colomycin. Table 4 provides a comparison of the two products.
It should be of concern that the manufacturer of Coly-Mycin M recommends approximately double the dose of that recommended by the manufacturer of Colomycin. This lack of uniformity between manufacturers could lead to underdosing, inevitably leading to treatment failure and development of resistance.[68] More information is needed before we can begin to determine which regimens provide the best outcomes with acceptable safety.

Use of Pharmacodynamics to Guide Optimal Dosing

To fully optimize regimen selection of colistimethate sodium and colistin, it is important to appreciate the pharmacodynamics of colistin. Colistin is a rapidly bactericidal antimicrobial that possesses a significant postantibiotic effect against P. aeruginosa, A. baumannii, and K.pneumoniae. [24] The colistin area under the concentration-time curve (AUC):MIC ratio has been found to be the parameter best associated with efficacy.[71, 72] Researchers used neutropenic murine thigh and lung models to determine the pharmacokinetic-pharmacodynamic index of colistin that best correlates with efficacy against P.aeruginosa, and to determine the index target values needed for specific antibacterial effects.[71] For both the thigh and lung models, the unbound AUC:MIC (fAUC:MIC) ratio was the pharmacokinetic-pharmacodynamic index that had the strongest relationship to bacterial burden, with R2 values equaling 87% and 89% for the two models, respectively. The time where free drug concentration above the MIC (fT>MIC) was also closely correlated with efficacy, with R2 values equaling 84% and 88% for the thigh and lung models, respectively. The researchers noted, however, that fAUC:MIC ratio is still the pharmacokinetic-pharmacodynamic index most likely to be associated with colistin's activity because the scatter for the fT>MIC was relatively large in the 20–30% range, and because concentration-dependent killing has been seen with colistin in vitro. In the lung infection model, fAUC:MIC ratio target ranges for the three different strains of bacteria were 15.6–22.7, 27.6–36.1, and 53.3–66.7 for 1-log, 2-log, and 3- log bacterial kill, respectively. For the thigh infection model, target values ranged from 12.2–16.7, 36.9–45.9, and 105–141 for 1-log, 2-log, and 3-log kills, respectively. Although pharmacodynamic similarities among the two different sites of infection were seen, the observed differences emphasize the dosing alterations that may be needed based on site and type of infection.
Particularly in severe infections such as endocarditis, infections of prostheses, and ventilator-associated pneumonia, a high density of bacteria is known to exist, which may impact colistin pharmacodynamics.[73] Recently, the antibacterial activity of colistin was shown to be attenuated when facing a higher bacterial density. Investigators determined the extent and rate of killing by colistin to be greatly decreased at high compared with low inocula.[73] Against a genetically characterized clinical isolate of P. aeruginosa(PAO1), colistin killing was 23-fold slower at 109 and 6-fold slower at 108 compared with 106 colonyforming units, and 32-fold higher concentrations were required at 109 versus 106 colony-forming units. Although animal and in vivo studies are needed to further assess this inoculum effect, this study highlights the fact that higher colistin doses may be needed to treat sequestered, deep-seated infections with high bacterial densities.
When optimizing regimens for colistin, frequency of dosing is another important aspect to determine. One group of researchers evaluated the antibacterial activity and emergence of resistance that occurred with three different dosing intervals: 8, 12, and 24 hours.[72] Three different dosage regimens were used: 0.23 mg every 8 hours (0.30-mg loading dose), 0.39 mg every 12 hours (0.45-mg loading dose), and 0.89 mg every 24 hours (0.90-mg loading dose). The every-8-hour regimen simulated the expected maximum concentration ([Cmax] 3 mg/L) and minimum concentration (0.75 mg/L) at steady-state concentrations when colistin is given according to the manufacturer's recommendations. The every-12-hour and every-24-hour regimens were designed to provide higher target Cmax values (4.5 and 9.0 mg/L, respectively). The researchers found overall bacterial killing and regrowth to be similar among the three regimens. However, emergence of resistance increased as dosing interval increased, and the 8-hour regimen was the most effective at minimizing resistance. Concentrations remained above the MIC for approximately 80%, 72%, and 53% of the 72-hour treatment period for the 8-, 12-, and 24-hour dosage regimens, respectively. As colistin resistance continues to rise, these findings are important to keep in mind. In addition, other infection-specific considerations that can alter pharmacodynamics must be taken into account when dosing colistin and colistimethate sodium.

Dosing in Critically Ill Patients

In critically ill patients with multiorgan dysfunction and severe infections due to MDR organisms, treatment options are especially limited. Colistin remains a necessary last-line option for these patients. What is most concerning, however, is the lack of clinical guidelines and the presence of unclear dosing recommendations in this patient population.
Recent evidence has shown that the pharmacokinetics of colistimethate sodium and colistin in critically ill patients differ from those previously found among patients with cystic fibrosis.[68] In critically ill patients, who may have multiorgan failure, sepsis, or a wider range of renal impairment, the differences are important to take into account. Although the half-life of colistin is approximately 4 hours in patients with cystic fibrosis, it is longer in critically ill patients.[68] The half-life is 14.4 hours in critically ill patients, and the rate of formation of colistin from colistimethate sodium is different from previously published data.[74] In addition, larger volumes of distribution and lower concentrations of the antibiotic have been seen in critically ill patients with sepsis.[75] These differences have the ability to impact the effects of colistimethate sodium and colistin, which could require alterations in the dosage regimen. Although pharmacokinetic and pharmacodynamic data in this patient population are scarce, some studies have given us further insight into changes that may be needed when dosing critically ill patients.
One group of authors completed a population analysis to examine the pharmacokinetics of colistin after the administration of intravenous doses of colistimethate sodium in critically ill patients.[74] Patients received 3 million IU (240 mg) of colistimethate sodium intravenously every 8 hours or 160 mg every 8 hours if creatinine clearance was less than 50 ml/minute. The predicted plasma Cmax was 0.60 mg/L after the first dose and 2.3 mg/L at steady state. The authors found that after the first few doses of the regimen, colistin concentrations were below the Clinical and Laboratory Standards Institute MIC breakpoint of 2 mg/L for P. aeruginosa and Enterobacteriaceae. In addition, at steady state, plasma concentrations were below the MIC breakpoints for many of the cases. These results are of particular concern in critically ill patients, for whom a delay in appropriate treatment or suboptimal efficacy of the current regimen can lead to resistance and ultimately increased mortality. The authors speculated that a loading dose of colistimethate sodium is warranted. At 3 million IU every 8 hours, it would take 2–3 days before the steady-state concentration is achieved. Thus, the authors suggest that a colistimethate sodium loading dose of 9 or 12 million IU along with a 4.5 million IU maintenance dose every 12 concentration at a faster rate and with less frequent administration.
Similarly, another group assessed the steady-state serum concentrations of colistin after intravenous administration of colistimethate sodium 225 mg every 8 hours in 14 patients.[75] The average Cmax was found to be 2.93 mg/L, which the authors noted would most likely lead to suboptimal Cmax:MIC ratios for strains with higher MICs (e.g., A. baumannii and P.aeruginosa). The researchers concluded that higher doses of colistimethate sodium be considered. Based on these two studies, it is evident that further investigations using higher colistimethate sodium doses must be performed in critically ill patients to determine whether there is improved efficacy without increased toxicity.
The pharmacokinetic parameters of colistimethate sodium and colistin were examined in patients with stage 5 kidney disease or severe liver disease compared with healthy subjects.[76] Clearance of colistimethate sodium was found to be lower in the group of patients with kidney disease, and Cmax, half-life, and AUC were higher. In addition, conversion of colistimethate sodium to colistin and overall colistin exposure were increased in these patients, and clearance of colistin was decreased. Potentially, these results would have led to the neurotoxicity that occurred in the kidney disease group, as 3 of 10 patients in this group experienced paresthesias (which resolved in 24–48 hrs), compared with no patients in the liver disease group. Previously, a regimen of 2.5 mg/kg every 48 hours in patients receiving renal replacement therapy was suggested,[77] but this regimen has been found to be inadequate in some cases.[78] This study in particular highlights the fact that dosing may need to be altered in patients with renal failure.
In critically ill patients, for whom colistin's half-life appears to be longer, the potential for a longer dosing interval may be an option. Some studies, however, have found that as the interval between colistin doses becomes more extended, the prevalence of resistance increases.[72] This potentially serious consequence should be considered when deciding whether or not to use extended-interval dosing.
Overall, these data suggest that colistin pharmacokinetics are severely altered in critically ill patients. To maximize the AUC:MIC ratio, the predictive pharmacodynamic parameter of colistin, higher doses of colistimethate sodium and alterations in the dosing interval may be warranted. Because of colistin's toxicities, however, these may not be achievable. In these instances, combination therapy should be considered for optimal therapy and prevention of resistance.

Conclusion

Colistin has proved to be an important alternative for MDR gram-negative infections. However, reports of colistin-resistant strains have created a potentially dangerous scenario since it is the last line of defense. Colistin resistance is largely attributed to the PmrA-PmrB and PhoP-PhoQ regulatory systems and their responses to environmental changes. The activation of the PmrA-PmrB and PhoP-PhoQ regulatory systems produces resistance by activating a variety of genes that lower the negative charge of the outer membrane and decrease the number of binding sites for the cationic polymyxins. Although studies have begun to reveal the mechanisms behind colistin resistance, further research is needed to fully understand the impact that the two regulatory systems have on resistance, as well as the dosages of colistin needed to inhibit and overcome these developing patterns.
The development of colistin resistance has also been linked to inadequate dosing. This highlights the importance of dose optimization, especially in critically ill patients with MDR bacterial infections. Although higher doses appear beneficial, the lack of pharmacodynamic and pharmacokinetic data regarding colistin makes determination of appropriate dosing difficult. Colistin remains an essential alternative for most MDR gram-negative infections; however, cases of resistant strains should be a cause of much concern. Therefore, newer agents and colistin combination therapy are avenues that should be considered to optimize therapeutic regimens in the fight against evolving and highly resistant gram-negative infections.

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Brote de meningitis en Cumaná y Arraya (Venezuela)

El Grupo y el Laboratorio de Resistencia Bacteriana del Instituto de Investigación de Biomedicina y Ciencias Aplicadas de la Universidad de Oriente (IIBCAUDO), ofrecerá conferencias para aclarar dudas sobre la meningitis por la bacteria Neisseria meningitidis, enfermedad detectada en tres infantes de Cumaná y Araya.
Cumpliendo una vez más con el lema de la Universidad de Oriente, Del pueblo venimos / Hacia el pueblo vamos, el Grupo y el Laboratorio de Resistencia Bacteriana del Instituto de Biomedicina y Ciencias Aplicadas de la Universidad de Oriente (IIBCAUDO), está presto al estudio e investigación de los casos de Neisseria meningitidis, detectados en tres infantes de Cumaná y Araya.

La doctora Lorena Abadía-Patiño, Coordinadora del Grupo y del Laboratorio de Resistencia Bacteriana del IIBCAUDO, en vista del pánico desatado en la ciudad de Cumaná por el fallecimiento de unos infantes como consecuencia de meningococcemia, decidió organizar una jornada informativa a la comunidad, sobre manifestaciones clínicas, ¿cómo prevenir el contagio?, la patogenia, la vacunación, el mal uso de los antibióticos y la resistencia bacteriana, epidemiología de la enfermedad y la bioética para el manejo de los estudios de investigación.

En este sentido, la doctora Abadía-Patiño se puso en contacto con el Capítulo Sucre de la Sociedad Venezolana de Microbiología (SVM), a cargo de la profesora Luz Bettina Villalobos y con la doctora Mariolga Berrizbeitia para organizar todos los detalles de este evento. Así como también la Dra. Abadía-Patiño y el Grupo de Resistencia Bacteriana de la UDO, se pusieron a a la disposición de la Oficina Regional de Epidemiología del Estado Sucre y del Hospital Universitario “Antonio Patricio de Alcalá” para lo que sea necesario. Para el jueves 20 de enero a las 10:00 am, en la sala de conferencias del Instituto Oceanográfico de Venezuela (IOV) ubicado en el campus Cumaná del Núcleo de Sucre de la UDO, se contará con varias disertaciones. Entre los ponentes invitados se encuentran: las doctoras Yanet Laya (epidemióloga del Estado), Yasmina Araque, Rosibel Sucre, Mariela Trybiec, Mariolga Berrizbeitia y Lorena Abadía-Patiño.

Detalles de la enfermedad

La doctora Abadía-Patiño, Coordinadora del Laboratorio de Resistencia Bacteriana del IIBCAUDO, adelantó que la meningitis es la inflamación de las meninges. Sus principales síntomas son: fiebre alta, dolor de cabeza y cuello rígido, “pero otras enfermedades pueden causar fiebre alta y dolor de cabeza y no ser meningitis, como: infecciones virales, abscesos cerebrales, sepsis, dengue, malaria, gripe, fiebre tifoidea, sinusitis, tonsilitis, entre muchas otras. Pero ante estos casos, los contactos (es decir, familiares, amigos y personal de salud tratante), no deben banalizar estos síntomas, sino acudir al médico lo más pronto posible. En los primeros casos se debe hacer el diagnóstico diferencial, ya que la meningitis infecciosa puede estar causada por varias razones (virus, bacterias u hongos)”. La Coordinadora detalla, que el líquido cefalorraquídeo es estéril, es decir, no puede existir ningún microorganismo presente en él. Si existe una bacteria, un virus o un hongo, ya está produciendo un proceso infeccioso. Pero también se puede producir por otros factores como por ejemplo: medicamentos, neoplasias (tumores) y enfermedades sistémicas. Esto es conocido como meningitis no infecciosa.

En cuanto al papel de todos los profesionales de la salud se hace necesaria la integración de todo el equipo para trabajar de forma mancomunada, junto al epidemiólogo y al infectólogo, cabezas o ejes fundamentales de toda enfermedad infecciosa. Los principales agentes causales de la meningitis bacteriana aguda son: Streptococcus pneumoniae (neumococo), Neisseria meningitidis (meningococo) y Haemophilus influenzae; bacterias menos frecuentes: Streptococcus agalactiae, Listeria monocytogenes y Escherichia coli. “Existen vacunas contra las tres primeras causas. No obstante, no para las otras. Las vacunas van a depender de la cepa circulante en la región, ya que según el serotipo de la cepa, la vacuna tendrá los antígenos correspondientes para desarrollar los anticuerpos necesarios para prevenir la enfermedad por ese microorganismo en particular”. La doctora Abadía-Patiño asegura la existencia de factores que predisponen a una persona a desarrollar meningitis: trauma craneal abierto, trauma craneal cerrado, infecciones de vías respiratorias superiores (sinusitis y otitis media), bacteriemia, endocarditis; así mismo, deficiencias en las respuestas inmunes como ausencia de anticuerpos opsonizantes, deficiencia en el complemento, asplenia, uso de corticosteroides, pacientes HIV, entre otros.

Neisseria meningitidis

Los casos detectados en Cumaná y Araya, dicho por el doctor Adolfredo Alpino, Presidente de Fundación para la Salud (Fundasalud), son producto de N. meningitidis, bacteria que se transmite a través de la saliva o las secreciones nasales. Por lo que, se debe tomar en consideración, los hacinamientos en albergues, tener cuidados y extremar las medidas higiénicas y de relaciones humanas públicas, como: no compartir vasos ni cubiertos, no hablar cerca, lavarse las manos antes de comer, taparse la boca con el brazo al toser o
estornudar, no besarse con una persona posiblemente infectada y otros aspectos relacionados con cuidado e higiene personal.

Para la doctora Lorena Abadía, es vital hacer hisopados nasales a los contactos de los pacientes, es decir, los familiares, vecinos, colegas que hayan estado cerca del paciente, pues han estado expuestos y existen riesgos de contraer la bacteria. “No existen reservorios animales para esta bacteria, por lo que el contacto es persona a persona. Algunos ciudadanos son portadores a nivel faríngeo de esta bacteria del 10 al 20% y por alguna causa, pasa la barrera hematoencefálica y produce la infección.

En líneas generales, hay que seguir las sugerencias y recomendaciones que dicte la Oficina Regional de Epidemiología del Estado Sucre y estar atentos a los signos y síntomas mencionados anteriormente tanto en niños como en adultos, para actuar con rapidez y evitar desenlaces fatales.

“La gente no debe comenzar a consumir antibióticos para prevenir meningitis ni solicitar a los médicos que les den récipes para comprar antibióticos sin que sea necesario. Tomar antibióticos sin una razón justificada es dañino para el organismo y genera resistencia bacteriana. Cuando la persona realmente necesite el antibiótico en cuestión y se le suministre no le va a funcionar, porque de tomar en oportunidades anteriores, ya ha desarrollado resistencia en las bacterias de la flora comensal y por consiguiente es transmitida a la bacteria patógena. De tener algunos de los síntomas lo recomendable es acudir a un centro asistencial, para ser chequeado por los médicos y así verificar el cuadro clínico existente en el paciente”, aportó la doctora Lorena Abadía.

(PRENSA UDO/SUCRE.- (Alfremary Marval Ortiz / C.N.P: 13.908)
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Facultad de Ciencias Médicas
Universidad de Cuenca
Cuenca - Ecuador

El cólera reaparece en el escenario venezolano

Viernes, 28 de enero de 2011

La bacteria Vibrio cholerae, se transmite a través de los alimentos o agua contaminada.
Lo esencial para prevenirla, es el lavado de las manos antes de preparar e ingerir alimentos y de hacer cualquier otra actividad cotidiana.
PRENSA Universidad de Oriente/SUCRE, VENEZUELA.(Alfremary Marval Ortiz / C.N.P: 13.908)

Tras el pánico generado en Cumaná y Araya, en días atrás por los casos de meningococcemia, una nueva alarma reaparece en el escenariovenezolano: el cólera.

Según los comentarios realizados por la doctora Lorena Abadía-Patiño, Coordinadora del Grupo y del Laboratorio de Resistencia Bacteriana Instituto de Investigación de Biomedicina y Ciencias Aplicadas de la Universidad de Oriente (IIBCAUDO), el cólera es una enfermedad infectocontagiosa, que se presenta como una infección intestinal aguda con una diarrea acuosa blanca.

A diferencia de la bacteria Neisseria meningitidis que ocasiona la meningococcemia, transmitida de contacto estrecho de persona a persona, la bacteria Vibrio cholerae, que causa el cólera, se contrae a través de los alimentos o agua contaminada con la misma.

Para la investigadora Abadía-Patiño, el método más simple de prevención, es el lavado de las manos antes de preparar e ingerir alimentos, antes y después de ir al baño, cambiar pañales, así como el hervir bien el agua filtrada, no ingerir alimentos crudos tales como, moluscos, mariscos, pescado, entre otras actividades cotidianas del ser humano.

Brotes en Venezuela

“El único tratamiento posible para el cólera es la rehidratación. No se deben administrar antibióticos salvo contadas excepciones. En los sitios de catástrofes naturales como terremotos o inundaciones, se pueden presentar brotes epidémicos por la ruptura de los tubos de aguas blancas y los de aguas servidas. En dichas circunstancias, se suelen mezclar ambas aguas. El agua supuestamente “potable” se contamina con heces humanas y la bacteria se disemina al ingerir el agua o los alimentos contaminados”, articularizó la doctora Abadía-Patiño.

En cuanto a los casos reportados en Venezuela, según los detalles suministrados por la Ministra del Poder Popular para la Salud, provienen de un hecho ocurrido fuera de las fronteras del país, ya que las personas afectadas contrajeron la enfermedad al ingerir alimentos o agua contaminada en República Dominicana, donde ya se han registrado enfermos por esta bacteria, debido a su cercanía con Haití.

Sin embargo, aporta la investigadora del Laboratorio de Resistencia Bacteriana del IIBCAUDO Abadía-Patiño, que también las personas pueden contagiarse de esta enfermedad, por medio de la ingesta de alimentos crudos o poco cocidos.

“En sitios de hacinamiento, en donde no existan baños para la eliminación adecuada de las deposiciones, el riesgo de contagio es alto. Es una enfermedad que no tiene un rango de afectados, pueden sufrir la diarrea grandes y chicos, sobretodo las personas con sistema inmune deprimido como: Sida, pacientes con ingesta de esteroides, quimioterapia, desnutridos, entre otros”, afirmó.

Lo recomendable por la experta, en el caso de pacientes con diarreas profusas, es dirigirse a un centro de atención médica, para que sean rehidratados por vía oral o parenteral, según la gravedad de la deshidratación, ya que la muerte del paciente viene dada por la pérdida masiva de los líquidos corporales y los electrolitos.

Tratamientos y medidas

“Una persona enferma eliminará la bacteria en sus heces hasta 14 días después de la primera diarrea. El Instituto Nacional de Higiene confirmó los primeros casos de cólera, Vibrio cholerae O1 y una vez detectados los primeros, los subsiguientes, que se ajusten a la patología clínica, se diagnostican por asociación, por lo cual no es necesario analizar todos los casos de diarrea aguda en epidemia”.

Según la Organización Mundial de la Salud, un caso de cólera se define como: en una zona donde la enfermedad no haya estado presente, se detecte un paciente mayor de 5 años con deshidratación grave o muerte por diarrea acuosa aguda o en una zona donde el cólera sea epidémico, en un paciente mayor de 5 años presente diarrea acuosa aguda, con o sin vómitos.

No se debe hacer un tratamiento profiláctico en la comunidad alrededor de los contactos con los pacientes con los cuadros diarreicos como se hace en los casos de meningococcemia. Al contrario, se incrementaría la resistencia bacteriana y el daño ecológico de la flora comensal sería importante, además de que crea una seguridad falsa en la población.

Entre las medidas para prevenir la enfermedad, al ser transmitida por vía oral, no se recomienda el uso de tapabocas, guantes, gorros ni batas. Muchas veces, los establecimientos comerciales que expenden alimentos, tanto en locales, donde están dadas las condiciones, como en kioscos callejeros, imponen el uso de guantes a los que manipulan los alimentos.

“El que los manipula cree que se está protegiéndose él y el que observa cómo preparan la comida, cree que lo están protegiendo y no es así, ya que los guantes hoy por hoy, son una fuente de contaminación constante de los alimentos ingeridos en la calle. Estos deben ser cambiados regularmente, tan pronto se evidencie que estén rotos o sucios. El hecho de que una persona use guantes no quiere decir que puede tocar todo a su alrededor y luego, seguir manipulando alimentos, sobre todo los que son de consumo crudo como: los sushis, sándwiches, perros calientes, hamburguesas, tacos y toda la comida rápida en general que contenga lechuga, tomate, alfalfa, repollo, entre otras.

Por estas razones es de conocimiento de la investigadora Abadía-Patiño, quien reitera que lo más factible en estos casos no es el uso de guantes, pues no sustituyen el lavado de las manos. “Siempre hay que lavarse las manos con agua limpia, si no, no estamos haciendo nada. Si tenemos un recipiente con agua y nos mojamos las manos varias veces al día, no las estamos lavando, sólo mojando. El agua debe cambiarse cada vez que nos lavemos las manos y lavar el recipiente”.

Igualmente para la experta, lo ideal, es el lavado de las manos con agua y jabón líquido no antibacterial. En dado caso de no disponer del mismo, se pueden usar los geles a base de alcohol para el lavado momentáneo de las manos. Es fundamental hacer fricción en las manos durante el lavado y al secarse.

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ASÍ SERÁ EL FINAL DEL UNIVERSO

Cuaderno de Ciencias
Miércoles 20 de octubre 10:54
Por Miguel Artime

La vía láctea actúa como si tuviera todo el tiempo del mundo por delante. Sus brazos en espiral giran alrededor de su punto central, y a pesar de que en algunos de estos brazos nacen nuevas estrellas a partir del gas que cae como lluvia fina desde el espacio intergaláctico, lo cierto es que la galaxia - y el universo - también encontrarán su final.
Nuestro sol y otras estrellas similares morirán un buen día, mucho antes que la galaxia, pero de momento en las calderas estelares de Orión y Taurus siguen naciendo nuevas estrellas que las sustituyen.
Otras estrellas más grandes desaparecerán como supernovas, pero la mayoría de las estrellas perecerán modestamente dejando atrás brasas que palidecerán con el tiempo. De hecho, la vida de una estrella viene determinada por su masa. Por norma general, las pequeñas viven más tiempo.
Pero ¿cómo será el final de nuestra galaxia?
Se especula que llegará despacio, a medida que la masa que compone las estrellas quede encarcelada. Las estrellas grandes viven deprisa y mueren de forma explosiva creando supernovas. Tras ellas queda una estrella de neutrones o un agujero negro, ambos cuerpos sin capacidad de emitir luz.
Las estrellas similares al Sol y las que tienen menos masa, morirán dejando tras de sí enanas blancas, que vienen a ser brasas ricas en carbono que van enfriándose lentamente. Gradualmente el ciclo de vida y muerte de las estrellas se romperá de forma irrevocable. Con el tiempo más y más masa quedará atrapada en restos estelares compactos, o en enanas blancas que se enfrían.
En el resto de las galaxias el escenario será similar. Poco a poco la luz del universo irá apagándose gradualmente. Después de miles de billones de años todo el universo habrá sufrido un fundido en negro. Y sin embargo, por extraño que parezca, el fin de la luz no implicará el fin de la vida.
Las estrellas brillan convirtiendo en radiación una pequeña porción de la energía encerrada en la materia que las compone. Cuando su luz se apague, la fuente final de luz estelar será la energía gravitatoria.
Y es que aparte de la fusión nuclear, existen otras formas de convertir la energía gravitatoria en calor o radiación, por lo que incluso después de que todas las estrellas hayan palidecido, las civilizaciones que aún pululen por el universo en esos fatídicos tiempos, podrán sobrevivir recolectando la energía de los agujeros negros.
Aprovechando esa energía y si la nostalgia de una estrella la llevase a ese punto, esa anciana civilización podría crear estrellas artificiales.
Y todavía no hemos hablado de la energía oscura, la cual según los físicos es la culpable de que la expansión del cosmos se esté acelerando. La energía oscura es una manifestación del vacío puro del espacio que provoca un efecto opuesto a la gravedad: repele en vez de atraer.
Para las teorías fundamentales la existencia de la energía oscura supuso algo embarazoso ya que ninguna la había predicho y hasta el momento nadie sabe cómo puede el vacío puro contar con una propiedad tan extraña.
Hay quien piensa que la energía oscura varía con el tiempo y el espacio. Si la energía oscura crece, hará que el tejido del universo se desenmarañe en aproximadamente 20 billones de años en un punto llamado "gran desgarramiento".
Si esta teoría es cierta, esto haría que primero las galaxias, luego las estrellas y al final los propios átomos, se rompiesen por la acción de la energía oscura. Como resultado de esta fatalidad, nada podría sobrevivir.
En ausencia del gran desgarramiento, la aceleración cósmica irá retirando a las galaxias de nuestra vista a un ritmo regular. Después de 100 billones de años, la mayoría de las galaxias se retirarán a una velocidad superior a la de la velocidad de la luz, dejando tras ellas imágenes congeladas finales del borde de nuestro horizonte.
Las Vías Láctea y Andrómeda se mezclarán y nuestra visión del universo acabará en el borde de esta supergalaxia.
A escalas de tiempo aún más largas, las familiares estructuras gravitatorias que nos enseñan en el colegio terminarán por despegarse. Cuando pasen de 10^15 años, los planetas acabarán por separarse de sus estrellas muertas y navegarán a la deriva por el espacio interestelar.
En 10^19 años las estrellas se separarán de sus galaxias y flotarán por el espacio intergaláctico.
Finalmente según la mayoría de las teorías que unifican las partículas fundamentales en términos de una única súper-fuerza, pasados 10^35 años el protón dejará de ser estable y terminará por descomponerse.
Para que nos demos cuenta de lo vasta de esta última escala de tiempo, podemos decir que en esos términos el tiempo transcurrido desde el origen del universo hasta la actualidad representa sólo un milisegundo.
La descomposición de los protones será el heraldo que anunciará una larga fase final de desintegración del universo en el que todo se viene abajo. Tras la descomposición de los protones, el átomo estable pasará a mejor vida, lo cual supone un reto mayúsculo para las formas de vida (si es que aún siguen ahí).
Finalmente caerá el telón con la lenta evaporación de los agujeros negros mediante un proceso llamado radiación de Hawking. Los más grandes terminarán por evaporarse transcurrida una inconcebible escala de tiempo de 10^98 años.
Podemos imaginar los últimos habitantes de ese ancianísimo universo a punto de expirar, arremolinados alrededor del fulgor de los rayos gamma que se evaporan del último agujero negro, contando historias infinitas acerca de lo que un día fue un universo que bullía en luz y vida.
Fue bonito mientras duró.

EL DESCUBRIMIENTO DE UN "BICHO DE ARSÉNICO" EXPANDE LA DEFINICIÓN DE LA VIDA

Diciembre 2, 2010: Con el apoyo de la NASA, un grupo de investigadores ha descubierto el primer microorganismo terrestre capaz de desarrollarse y reproducirse utilizando arsénico, un elemento químico muy tóxico. El microorganismo, que vive en el Lago Mono, California, sustituye al fósforo por arsénico para construir su ADN y otros componentes celulares.

"La definición de la vida acaba de expandirse", dijo Ed Weiler, administrador asociado de la NASA para el Directorio de Misiones Científicas, en las oficinas centrales de la agencia, ubicadas en Washington. "Conforme avanzamos en nuestros esfuerzos por encontrar signos de vida en el sistema solar, tenemos que ampliar nuestro pensamiento, hacerlo más diverso y considerar que puede existir vida de una manera diferente a la que conocemos".
El hallazgo de una composición bioquímica alternativa alterará los libros de texto de biología y expandirá el alcance de la búsqueda de vida fuera del planeta Tierra. La investigación será publicada en la edición de esta semana de la revista Science Express.
Carbono, hidrógeno, nitrógeno, oxígeno, fósforo y azufre son las seis piezas básicas de todas las formas de vida conocidas en la Tierra. El fósforo es parte de la columna vertebral química del ADN y del ARN, las estructuras que transportan las instrucciones genéticas para la vida, y es considerado un elemento esencial para todas las células vivas.
El fósforo es un componente esencial de la molécula que transporta la energía en todas las células (el adenosín trifosfato) y también de los fosfolípidos que conforman todas las membranas celulares. El arsénico, aunque es químicamente similar al fósforo, es venenoso para la mayoría de los seres vivos en la Tierra. El arsénico destruye los senderos del metabolismo porque, químicamente, se comporta de manera similar al fosfato.
"Sabemos que algunos microbios pueden respirar arsénico, pero lo que encontramos es un microbio que hace algo completamente distinto: construye partes de sí mismo con el arsénico", dijo Felisa Wolfe-Simon, una becaria de Investigación en Astrobiología para la NASA, en el Centro de Estudios Geológicos de Estados Unidos (U.S. Geological Survey, en idioma inglés), en Menlo Park, California, y quien dirigió al equipo que llevó a cabo la investigación. "Si algo aquí en la Tierra puede hacer algo tan inesperado, ¿qué más puede hacer la vida que aún no hemos visto?"

El microbio recién descubierto, la cepa GFAJ-1, es miembro de un grupo común de bacterias, las Gammaproteobacterias. En el laboratorio, los investigadores lograron exitosamente que los microbios del lago crecieran con una dieta muy baja en fósforo y muy generosa en arsénico. Cuando los investigadores quitaron el fósforo y lo reemplazaron con arsénico, los microbios continuaron creciendo. Análisis posteriores indicaron que el arsénico estaba siendo usado para producir los componentes básicos de las nuevas células de GFAJ-1.
El punto crucial que los científicos investigaron consistió en saber, para el microbio que creció en el arsénico, cuándo fue el arsénico incorporado en la maquinaria bioquímica vital del organismo, como lo es el ADN, las proteínas y las membranas celulares. Una variedad de técnicas sofisticadas de laboratorio fueron usadas para determinar dónde fue incorporado el arsénico.
El equipo escogió explorar el Lago Mono debido a su química inusual, especialmente su alta salinidad, su alta alcalinidad y sus altos niveles de arsénico. Esta química es, en parte, una consecuencia del aislamiento del Lago Mono de sus fuentes de agua dulce durante un período de 50 años.

Los resultados de este estudio aportarán información valiosa a investigaciones en muchas áreas, incluyendo el estudio de la evolución de la Tierra, la química orgánica, los ciclos bioquímicos, la lucha contra las enfermedades y la investigación de la Tierra como sistema. Estos hallazgos también abren nuevas fronteras en el campo de la microbiología y de otras áreas del conocimiento.
"La idea de bioquímicas alternativas para la vida es común en la ciencia ficción", dijo Carl Pilcher, quien es el director del Instituto de Astrobiología de la NASA (NASA Astrobiology Institute, en idioma inglés), en el Centro de Investigaciones Ames (Ames Research Center, en idioma inglés), ubicado en Moffet Field, California. "Hasta ahora, una forma de vida que usa el arsénico como bloque fundamental era solamente teoría, pero ahora sabemos que un tipo de vida como ese existe en el Lago Mono".
El equipo de investigación incluye a científicos del Centro de Estudios Geológicos de Estados Unidos, de la Universidad Estatal de Arizona (Arizona State University, en idioma inglés), localizado en Tempe, Arizona, del Laboratorio Nacional Lawrence Livermore (Lawrence Livermore National Laboratory, en idioma inglés), ubicado en Livermore, California, de la Universidad Duquesne (Duquesne University, en idioma inglés), en Pittsburgh, Pennsilvannia, y de la Fuente de Radiación Sincrotrónica de Stanford (Standford Synchroton Radiation LightSource, en idioma inglés), en Menlo Park, California.
El Programa de Astrobiología de la NASA (NASA Astrobiology Program, en idioma inglés), en Washington, contribuyó con fondos para las investigaciones a través de su Programa de Exobiología y Biología Evolutiva (Exobiology and Evolutionary Biology, en idioma inglés), así como del Instituto de Astrobiología (Institute for Astrobiology, en idioma inglés), de la NASA. El Programa de Astrobiología de la NASA apoya investigaciones sobre el origen, la evolución, la distribución y el futuro de la vida en la Tierra.
Créditos y Contactos
Autor: Dr. Tony Phillips
Funcionaria Responsable de NASA: Ruth Netting
Editor de Producción: Dr. Tony Phillips Traducción al Español: Carlos Román
Editora en Español: Angela Atadía de Borghetti
Formato: Carlos Román Zúñiga

Mecanismos de Acción de los Antimicrobianos

Por Jorge Calvo a, Luis Martínez-Martínez a
Servicio de Microbiología, Hospital Universitario Marqués de Valdecilla, Santander, España.
Hay una amplia diversidad de familias y grupos de antimicrobianos de interés clínico. Los mecanismos por los que los compuestos con actividad antibacteriana inhiben el crecimiento o causan la muerte de las bacterias son muy variados, y dependen de las dianas afectadas. La pared celular (una estructura singular de la inmensa mayoría de las bacterias, ausente en células eucariotas) puede verse afectada en la síntesis (fosfomicina, cicloserina) o el transporte de sus precursores (bacitracina, mureidomicinas), o en su organización estructural (β-lactámicos, glucopéptidos). Los principales derivados que afectan a la membrana citoplásmica son las polimixinas y la daptomicina. La síntesis proteica puede bloquearse por una amplia variedad estructural de compuestos que afectan a algunas de las fases de este proceso: activación (mupirocina), iniciación (oxazolidinonas, aminoglucósidos), fijación del complejo aminoácido-ARNt al ribosoma (tetraciclinas, glicilciclinas) o elongación (anfenicoles, lincosamidas, macrólidos, cetólidos, estreptograminas o ácido fusídico). El metabolismo de los ácidos nucleicos puede verse afectado en la ARN polimerasa dependiente de ADN (rifamicinas) o en el proceso de enrollamiento/desenrollamiento del ADN (quinolonas); algunos compuestos afectan directamente al ADN (nitroimidazoles, nitrofuranos). El trimetoprim y las sulfamidas (con frecuencia usados en combinación) son los representantes de los antimicrobianos que bloquean las vías metabólicas de la bacteria. Algunos compuestos, aun siendo incapaces de inhibir o matar las bacterias, pueden bloquear sus mecanismos de resistencia, por lo que usados en combinación con otros antimicrobianos potencian la acción de estos últimos; de este grupo de sustancias sólo se emplean en clínica algunos inhibidores de β-lactamasas.
Enferm Infecc Microbiol Clin. 2009;27:44-52.
Palabras clave: Antimicrobianos. Mecanismo de acción. Pared cellular. Membrana citoplásmica. Síntesis proteica. ADN. Vías metabólicas.
IntroducciónEl descubrimiento de la penicilina en 19291 y su posterior introducción en clínica supuso una verdadera revolución en el tratamiento de la patología infecciosa. Desde entonces, se han incorporado a la práctica clínica decenas de familias de antimicrobianos, con actividad frente a bacterias, hongos, parásitos y virus. En este artículo se abordarán los aspectos microbiológicos del mecanismo de acción de los compuestos con actividad antibacteriana.
Con excepción de la pared celular, la práctica totalidad del resto de las dianas de los antimicrobianos se encuentran también en células eucariotas. Las diferencias estructurales entre las bacterias y las células superiores hacen que la afinidad de los antimicrobianos de interés clínico por las dianas procarióticas sea mucho mayor que por las de sus homólogas eucariotas, disminuyendo así el riesgo de efectos adversos. La principales diferencias entre las células bacterianas y las eucariotas incluyen en las primeras2: a) existencia de un único cromosoma en la bacteria, que no está rodeado de membrana nuclear y se halla en contacto directo con el citoplasma (por tanto, muy accesible a los antibióticos que actúan sobre la síntesis de ADN); b) presencia de ribosomas del tipo 70S, y c) presencia de una pared celular con peptidoglicano (excepto en Mycoplasma spp.), estructura que confiere forma y rigidez a la bacteria.
Para que los antimicrobianos alcancen su diana deben atravesar la cubierta bacteriana, salvo cuando la diana es la propia envoltura externa de los gramnegativos. Las bacterias gramnegativas ofrecen mayor resistencia que las grampositivas a la entrada de antimicrobianos, pues poseen una membrana celular externa, que rodea la capa de peptidoglucano. Esa membrana es una bicapa de lipídica que, a diferencia de las membranas eucariotas, contiene lipolisacárido, y desempeña un importante papel de barrera frente a determinados antimicrobianos3. En la misma existen un gran número de proteínas, que representan en torno al 40% de su peso total, entre las cuales se encuentran las porinas, proteínas triméricas o monoméricas que forman conductos o poros hidrófilos que permiten el acceso al peptidoglucano. A través de estos poros difunden de forma pasiva pequeñas moléculas hidrofílicas (menores de 600 Da), pero se impide el paso de otras mayores, por ejemplo los glucopéptidos (peso molecular >1.000 Da). Por el contrario, los antibióticos más lipofilicos difunden a través de la bicapa lipídica, y algunos utilizan un mecanismo de transporte con gasto de energía. En las bacterias grampositivas, que carecen de membrana externa, se estima que el límite de exclusión es de 100 kDa, mucho mayor que el tamaño de la mayoría de los antimicrobianos.
Ya en el interior del microorganismo los antimicrobianos deben evitar su hidrólisis o su transformación en un producto inactivo y reconocer de forma efectiva una diana antes de que algún sistema de expulsión lo lance de nuevo fuera de la bacteria.
Desde el punto de vista molecular, los antimicrobianos de uso clínico ejercen su acción en algunas de las siguientes estructuras o funciones bacterianas: inhibiendo la síntesis de la pared bacteriana, alterando la integridad de la membrana citoplásmica, impidiendo la síntesis proteica o bloqueando la síntesis o las funciones de ácidos nucleicos. Hay también otros antimicrobianos cuya función es proteger otros compuestos de las enzimas hidrolíticas bacterianas, como es el caso de los inhibidores de β-lactamasas4,5.
Atendiendo a su efecto antibacteriano, los antimicrobianos se han clasificado tradicionalmente en bactericidas (ejercen una acción letal para la bacteria) o bacteriostáticos (sólo inhiben transitoriamente el crecimiento bacteriano). Los límites de ambos conceptos se consideran en la actualidad un tanto difusos, como ya se recoge en otro número de EIMC6. Cada grupo de antibióticos actúa preferentemente de una forma u otra, aunque un mismo antibiótico puede comportarse como bactericida o bacteriostático, dependiendo de la concentración que alcance en la diana, o de su afinidad por la diana de un determinado microorganismo. En general, son bactericidas los antimicrobianos que actúan inhibiendo la síntesis de la pared, alterando la membrana citoplásmica o interfiriendo con algunos aspectos del metabolismo del ADN, y bacteriostáticos los que inhiben la síntesis proteica, excepto los aminoglucósidos.
Atendiendo a su mecanismo de acción y estructura química, los principales grupos de antimicrobianos de interés clínico y sus principales representantes se recogen en la tabla 1.

Antimicrobianos que inhiben la síntesis de la pared bacteriana
La pared celular protege la integridad anatomofisiológica de la bacteria y soporta su gran presión osmótica interna (mayor en las bacterias grampositivas). La ausencia de esta estructura condicionaría la destrucción del microorganismo, inducida por el elevado gradiente de osmolaridad que suele existir entre el medio y el citoplasma bacteriano7. Los antibióticos que inhiben la síntesis de la pared necesitan para ejercer su acción que la bacteria se halle en crecimiento activo, y para su acción bactericida requieren que el medio en que se encuentre la bacteria sea isotónico o hipotónico, lo que favorece el estallido celular cuando la pared celular se pierde o se desestructura. Suelen ser más activos sobre las bacterias grampositivas por su mayor riqueza en peptidoglucano. En general, son poco tóxicos por actuar selectivamente en una estructura que no está presente en las células humanas.
La síntesis de la pared celular se desarrolla en 3 etapas, sobre cada una de las cuales pueden actuar diferentes compuestos: la etapa citoplásmica, donde se sintetizan los precursores del peptidoglucano; el transporte a través de la membrana citoplásmica, y la organización final de la estructura del peptidoglucano, que se desarrolla en la parte más externa de la pared.
Inhibidores de la fase citoplásmica
En el citoplasma bacteriano se sintetizan los precursores del peptidoglucano a partir de diferentes elementos: uridindifosfato-N-acetil-glucosamina (UDP-NAG), ácido fosfoenolpirúvico, uridintrifosfato (UTP) y NADH, a partir de los cuales se forma el ácido uridindifosfato-N-acetilmurámico (UDP-NAM). Después se unen al azúcar una cadena de aminoácidos (frecuentemente 5) en la que se alternan las formas L y D y en la que los dos últimos conforman el dipéptido D-alanin-D-alanina.
En esta etapa de síntesis de precursores de peptidoglucano actúan la fosfomicina y la cicloserina.
1. Fosfomicina. Actúa inhibiendo la piruviltransferasa, enzima causante de la adición del fosfoenolpiruvato a la molécula de UDP-NAG para formar el precursor UDP-NAM. Esta reacción se inhibe porque la fosfomicina, que es un análogo estructural del fosfoenolpiruvato, se une covalentemente con la enzima. La fosfomicina atraviesa la membrana externa mediante las porinas; debido a su pequeño tamaño pasa la barrera de peptidoglicano sin dificultad y finalmente atraviesa la membrana citoplásmica a través de sistemas de transporte activo, uno de los cuales es de expresión inducible, que se favorece en presencia de glucosa-6-fosfato. Por eso, a los medios o discos para estudiar la sensibilidad de las bacterias a la fosfomicina debe añadirse glucosa-6-fosfato8.
Es un antibiótico de amplio espectro que incluye bacilos gramnegativos y grampositivos y Staphylococcus spp. (excepto S. saprophyticus y S. capitis).
2. Cicloserina. Actúa sobre la base de su analogía estructural con la D-alanina, inhibiendo competitivamente la actividad de la L-alanina-racemasa (transforma L-ala en D-ala) y la D-alanin-D-alanina-sintetasa (forma dímeros de D-ala). Por su elevada toxicidad sólo se usa como fármaco antimicobacteriano de segunda línea.
Inhibidores de la fase de transporte de precursores
En esta fase, que se desarrolla en la membrana citoplásmica, un transportador lipídico tomará a su cargo el precursor formado en el citoplasma y lo hará atravesar la membrana citoplásmica. Se trata de un fosfolípido de 55 átomos de carbono, el undecaprenilfosfato. También en la membrana citoplásmica, termina de formarse el precursor mediante la adición de una molécula de N-acetilglucosamina, que se enlaza al átomo C1 del ácido murámico, formándose así un polímero lineal de peptidoglucano constituido por unidades de NAG y NAM-pentapétido. Una vez que este precursor disacárido-pentapéptido es transferido a un lugar aceptor en la pared preexistente, el transportador queda pirofosforilado y se separa, y debe presentar una defosforilación para convertirse en su forma monofosfato activa, que puede transportar ya nuevos precursores a la capa de peptidoglucano.
Bacitracina
Este antimicrobiano se une al transportador y bloquea su defosforilación, e impide que pueda utilizarse de nuevo en el transporte de los polímeros lineales de disacárido-pentapéptido a través de la membrana citoplásmica, hasta la pared en formación. Este antibiótico es activo contra cocos grampositivos (excepto estreptococos del grupo B), Neisseria spp. y de forma variable C. difficile.
Mureidomicinas
Son un nuevo grupo de antimicrobianos producidos por Streptomyces flavidivirens, que por su analogía estructural con el precursor disacárido pentapéptido, se unen competitivamente con el transportador lipídico, bloqueando el transporte de los precursores a través de la membrana citoplásmica. No existen derivados de uso clínico.
Inhibidores de la organización estructural del peptidoglucano
En esta etapa, los precursores de peptidoglucano se ensamblan con la ayuda de enzimas situados en su superficie conocidos como proteínas fijadoras de penicilina (penicillin binding proteins [PBP]). En esta etapa tienen su acción los glucopéptidos y los β-lactámicos.
Glucopéptidos
Los glucopéptidos (vancomicina y teicoplanina) actúan en un paso previo al de los β-lactámicos. Impiden la transferencia del disacárido pentapéptido, unido al transportador lipídico de la membrana citoplásmica, al aceptor de la pared celular. Esto se debe a que estos compuestos recubren el extremo D-alanin-D-alanina del disacárido-pentapéptido, evitando así la acción de las glucosiltransferasas y transpeptidasas, y en consecuencia evitando la elongación del peptidoglucano9.
El gran tamaño de estas moléculas impide su paso a través de la pared de las bacterias gramnegativas, de forma que sólo resultan activas frente a grampositivos (incluyendo con gran frecuencia cepas multirresistentes). Aunque son bactericidas frente a Staphylococcus spp., sólo tienen actividad bacteriostática frente a Enterococcus spp.
β-lactámicos
Representan el grupo más numeroso y de mayor uso en clínica. Su nombre deriva de la presencia de un anillo lactámico en su estructura, con un oxígeno en posición β con respecto a un nitrógeno. En función de los radicales que se unen a este anillo se distinguen varios subgrupos, de los que los más importantes son: penicilinas, cefalosporinas, monobactamas y carbapenemas10.
Los β-lactámicos son compuestos bactericidas que inhiben las fases finales de la síntesis del peptidoglucano, en la que intervienen activamente las ya citadas encimas PBP. Las PBP tienen actividad transpeptidasa, transglucosilasa y carboxipetidasa, por lo que pueden entrelazar los componentes del peptidoglucano11. Los β-lactámicos bloquean estas enzimas porque el anillo β-lactámico tiene una estructura espacial similar a la del residuo acil-D-alanin-D-alanina de las cadenas del peptidoglicano, que es el sustrato natural de las PBP.
Las bacterias poseen varias PBP, cuyas funciones difieren unas de otras. Por esta razón, las consecuencias de su bloqueo también son distintas. Las PBP-1a y PBP-1b actúan como transpeptidasas causantes de la elongación, y su bloqueo provoca la formación de esferoplastos que rápidamente se lisan. La PBP-2 determina la forma bacteriana, y su inhibición da lugar a formas ovoideas que se lisan fácilmente. La PBP-3 interviene en la división bacteriana, y su bloqueo provoca la aparición de formas filamentosas sin septos. Las PBP-4, PBP-5 y PBP-6 tienen actividad carboxipeptidasa, e intervienen en la liberación del quinto aminoácido del pentapéptido, necesaria para la polimerización del peptidoglucano.
Pese a tener el mismo mecanismo de acción, hay diferencias en la actividad de los diferentes β-lactámicos, y ello se debe principalmente a 3 factores: rapidez en la difusión de los antibióticos al espacio periplásmico, resistencia a las β-lactamasas, capacidad para escapar a los sistemas de expulsión activa y afinidad variable por las distintas PBP. Así, un β-lactámico que difunda rápidamente, tenga una gran estabilidad frente a las β-lactamasas, no sea sustrato de las bombas de expulsión y tenga una alta afinidad por las PBP más críticas, será un antibiótico de gran actividad como es el caso de las cefalosporinas de cuarta generación y los carbapénemes.
La acción bactericida de los β-lactámicos no está relacionada directamente con la inhibición de la síntesis de peptidoglucano impidiendo su crecimiento (efecto bacteriostático), sino con la activación de un sistema de enzimas líticos (autolisinas) que, a la inversa de las PBP, están implicadas en la degradación del peptidoglucano12. El peptidoglucano está en continua renovación, resultante del equilibrio entre los procesos de síntesis (PBP) e hidrólisis (autolisinas a bajo nivel de actividad); la rotura de este equilibrio por la acción de los β-lactámicos (inhibición de las PBP y activación de las autolisinas) provoca la muerte bacteriana.
Las bacterias que carecen de autolisinas son inhibidas pero no destruidas, por lo que se dice que son tolerantes. En clínica, se define el fenómeno de tolerancia como la necesidad de una concentración al menos 32 veces mayor a la CMI para que un antimicrobiano destruya una cepa bacteriana13.
El espectro de los β-lactámicos abarca las bacterias grampositivos, gramnegativas y espiroquetas. No son activos frente a micoplasmas por carecer de pared celular, ni frente a bacterias intracelulares como Chlamydia spp. y Rickettsia spp.
Antimicrobianos que bloquean mecanismos de resistencia
Los más importantes son los inhibidores de β-lactamasas de serina, que incluyen ácido clavulánico, sulbactam y tazobactam14. Carecen (habitualmente) de acción antibacteriana intrínseca de verdadera importancia clínica, pero se unen irreversiblemente a algunas β-lactamasas, protegiendo de su acción a los antibióticos β-lactámicos. El sulbactam, además, es activo frente a A. baumannii.
Aunque se conocen sustancias que bloquean in vitro las bombas de expulsión activa o las enzimas modificadoras de aminoglucósidos, ninguna de ellas ha podido introducirse en terapéutica.
Antibióticos activos en la membrana citoplásmica
La membrana citoplásmica es vital para todas las células, ya que interviene activamente en los procesos de difusión y transporte activo, y de esta forma controla la composición del medio interno celular. Las sustancias que alteran esta estructura modifican la permeabilidad, y provocan la salida de iones potasio, elementos esenciales para la vida bacteriana, o la entrada de otros que a altas concentraciones alteran el metabolismo bacteriano normal.
Los antimicrobianos que actúan en esta estructura se comportan como bactericidas, incluso en bacterias en reposo, y pueden tener alta toxicidad sobre las células humanas, al compartir algunos componentes de la membrana citoplásmica.
A este grupo pertenecen las polimixinas, los lipopétidos, los antibióticos poliénicos (activos frente a hongos) y 2 grupos de escaso interés clínico (ionóforos y formadores de poros).
Polimixinas
Son antibióticos polipeptídicos, cíclicos y policatiónicos, con una cadena de ácido graso unido al péptido y se comportan como detergentes catiónicos. Tiene una parte hidrofílica (el péptido) con alta carga positiva que por atracción electrostática se une a la superficie de la membrana, cuya carga neta es negativa. Por otro lado, el extremo lipofílico (la cadena lateral de ácido graso) por interacciones hidrofóbicas se une a los fosfolípidos de la membrana. Como resultado se desorganiza la estructura de la membrana y aumenta su permeabilidad, con la pérdida de metabolitos esenciales15. La mayor presencia de fosfolípidos en la membrana de las bacterias gramnegativas hace que éstas sean más sensibles que las grampositivas a la acción de estos agentes.
Son activos exclusivamente frente a bacilos gramnegativos aerobios, incluidos P. aeruginosa y A. baumannii multirresistentes. No son activos frente a microorganismos anaerobios, Proteus spp., Providencia spp., Serratia spp., Neisseria spp. y B. cepacia.
Daptomicina
La daptomicina es un lipopéptido cíclico de reciente introducción en clínica que posee una gran actividad frente a bacterias grampositivas. Actúa en la membrana citoplásmica de las bacterias grampositivas, sin entrar en la célula, y se produce una rápida despolarización de la membrana con alteración del potencial eléctrico y salida de iones potasio exterior. Como consecuencia de ello, se produce un bloqueo de la síntesis proteica y de ácidos nucleicos, que provoca la muerte bacteriana16. La daptomicina es una gran molécula cíclica peptídica (parte hidrofílica), al que se une una cadena lateral de ácido graso (parte lipofílica). Se sabe que su actividad antibacteriana depende de la presencia de iones de calcio que es óptima a las concentraciones normales presentes en suero (50 mg/l). Probablemente, el calcio favorece la unión de la parte lipofílica de la molécula de daptomicina a la membrana citoplásmica, donde la estructura de la daptomicina presentará cambios conformacionales que provocará su inserción en la membrana citoplásmica. La unión de varias moléculas en la membrana forma canales por los que saldrán los iones potasio. El resultado es una potente actividad bactericida, con efecto postantibiótico.
Su espectro antimicrobiano se reduce a las bacterias grampositivas, ya que no puede atravesar la pared de los gramnegativos.
Ionóforos y formadores de poros
Los ionóforos son antibióticos polipeptídicos cíclicos como la valinomicina o las tirocidinas A y B. Estos compuestos tiene una estructura circular peculiar, es hidrofóbica en el exterior e hidrofílica o polar en el interior. Los ionóforos incorporan cationes monovalentes en su interior, y les permite cruzar la bicapa lipídica. La penetración elevada de potasio altera el potencial eléctrico y el gradiente químico existente en la membrana, alterando su función.
Los antibióticos formadores de poros incluyen las gramicidinas, que a diferencia de los ionóforos, son cadenas lineales de aminoácidos (polipéptidos acíclicos) con un mecanismo de acción distinto. Varias moléculas de gramicidina se acomodan una sobre otra, enroscándose y formando un túnel que atraviesa la membrana, constituyendo un poro que permite el paso selectivo de moléculas según su tamaño y características. La gramicidina se encuentra en formulaciones tópicas para tratamiento de conjuntivitis bacterianas, y resulta efectiva frente a bacterias grampositivas. Es un agente hemolítico potente, y su alta toxicidad lo descarta para uso sistémico. Además se inactiva en suero y líquidos orgánicos.
Antibióticos inhibidores de la síntesis proteica
La síntesis proteica es uno de los procesos más frecuentemente afectados por la acción de los antimicrobianos, y su inhibición selectiva es posible gracias a las diferencias estructurales entre los ribosomas bacterianos y eucariotas. Los ribosomas bacterianos están formados por dos subunidades (30S y 50S), que contienen ARN ribosómico (ARNr 16S en la subunidad 30S, y ARNr 5S y ARNr 23S en la subunidad 50S) y diversas proteínas llamadas S (small o pequeña, en la subunidad 30S) o L (large o grande, en la subunidad 50S). En esta estructura diferentes componentes pueden ser lugares de unión para los antimicrobianos (p. ej., determinados nucleótidos para las oxazolidinonas, algunas proteínas S para las tetraciclinas o proteínas L para el cloranfenicol).
La mayoría de los antibióticos de este grupo tienen actividad bacteriostática, aunque los aminoglucósidos se comportan como bactericidas. La acción bactericida o bacteriostática también va a depender de las concentraciones del antimicrobiano, y del microorganismo afectado.
La síntesis proteica se desarrolla en diferentes fases17, en las cuales actúan diferentes antimicrobianos, como se explica a continuación.
Inhibidores de la fase de activación
Los aminoácidos son transportados a la cadena peptídica en formación en el ribosoma, por moléculas de ARN de transferencia (ARNt) que se unirán al ARNm codificante de la proteína en formación. Para ello, cada aminoácido se une con su ARNt específico mediante una enzima también específica de aminoácido (aminoacil ARNt sintetasa). En las bacterias, el primer aminoácido de la cadena peptídica es la metionina, es decir, la síntesis proteica se inicia con la formación del complejo formilmetionil-ARNt que reconocerá el codón de iniciación AUG del ARNm (adenosina-uracilo-guanosina).
Mupirocina
Antibiótico bacteriostático obtenido de especies de Pseudomonas spp., que inhibe competitivamente la enzima isoleucil-ARNt sintetasa, con lo cual no puede incorporarse el aminoácido isoleucina al péptido en formación y la síntesis de proteínas se interrumpe18.
Su acción es especialmente potente frente a grampositivos, aunque debido a las altas concentraciones que se alcanzan en piel y mucosa nasal tras su aplicación tópica, puede tener también alguna actividad frente a microorganismos gramnegativos. Se usa fundamentalmente en el tratamiento tópico de infecciones cutáneas o para erradicación del estado de portador de S. aureus.
Inhibidores del inicio de la síntesis proteica
El ARNm dispone de un codón específico para la fijación del ARNt que porta el aminoácido formilmetionina. Ambos se unen en la subunidad 30S, y posteriormente a la subunidad 50S, y constituye el complejo de iniciación de la síntesis de proteínas. En este complejo hay 2 sitios activos, el locus A, en el que se fijan los aminoacil-ARNt, y el locus P, donde se engarza el péptido en formación y donde se ubicará el formilmetionil-ARNt que inicia la cadena peptídica. En esta fase de inicio de la síntesis actúan las oxazolidinonas y los aminoglucósidos.
Oxazolidinonas
Representan una de las últimas familias de antimicrobianos incorporadas a la práctica clínica. Son compuestos obtenidos por síntesis, y su representante en uso es el linezolid19. Las oxazolidinonas inhiben la síntesis proteica e impiden la formación del complejo de iniciación 70S, formado por formilmetionil-ARNt, ARNm, diversas proteínas y las subunidades ribosómicos 30S y 50S. El linezolid se fija a la subunidad ribosómica 50S, en el centro peptidiltransferasa dentro del ARN ribosómico 23S (dominio V), distorsiona así el punto de unión del formilmetionil-ARNt y evita, por tanto, la formación del complejo de iniciación. Esta familia de antibióticos tiene un mecanismo de acción singular, y al actuar en una diana distinta no hay resistencia cruzada con otros antibióticos que también inhiben la síntesis proteica.
El linezolid es bacteriostático frente a bacterias grampositivas (incluidas cepas multirresistentes de S. aureus y Enterococcus spp.) y carece de actividad frente a la práctica totalidad de las bacterias gramnegativas.
Aminoglucósidos
Son compuestos naturales obtenidos de actinomicetos del suelo o productos semisintéticos derivados de ellos. Poseen un anillo aminociclitol al que se unen diferentes azúcares.
Aunque la diana primaria de actuación de los aminoglucósidos está en los ribosomas y sus procesos de síntesis proteica, su actividad sobre las bacterias no se entiende sin conocer los fenómenos que se producen en la membrana. Los aminoglucósidos son moléculas muy cargadas positivamente, lo que les permite concentrarse en torno a las bacterias por atracción de las cargas negativas de la superficie bacteriana, aportadas por los grupos fosfatos de los fosfolípidos de la membrana externa de las bacterias gramnegativas y de los ácidos teióicos unidos al peptidoglucano de las grampositivas. En consecuencia, desplazan los iones de magnesio y calcio que se enlazan a las moléculas de lipopolisacáridos adyacentes; este proceso desestructura la membrana externa y permite al paso de los aminoglucósidos. Una vez pasada fácilmente la barrera de peptidoglucano (grampositivos y gramnegativos), vuelve a concentrarse en torno a la membrana citoplásmica. La difusión a través de esta membrana ocurre en 2 fases: una inicial lenta y otra posterior rápida; ambas dependientes de la energía generada por el transporte de electrones que implica la participación de sistemas enzimáticos del metabolismo aerobio, que crea un gradiente eléctrico a ambos lados de la membrana20. Este hecho explica la ineficacia de estos compuestos frente a microorganismos anaerobios. La presencia de iones de magnesio y calcio en el medio y las situaciones que disminuyen el potencial transmembrana (pH ácido, ambiente anaerobio o hiperosmolaridad), reducen la difusión del aminoglucósidos al interior de la bacteria y aumentan las CIM de forma importante. Una vez que los aminoglucósidos han empezado a actuar en los ribosomas, comienzan a producirse muchos errores en la lectura del ARNm, que darán como resultado proteínas anómalas que se unirán a la membrana, deteriorando su integridad y acelerando la difusión de más moléculas de aminoglucósido (fase rápida). En consecuencia, una gran cantidad de aminoglucósidos alcanza los ribosomas, que llegan a bloquearse, y se detienen irreversiblemente la síntesis de proteínas.
En el ribosoma, los aminoglucósidos tienen su acción principalmente en la subunidad 30S, donde se unen a diferentes proteínas S y al ARN 16S. Bloquean la actividad normal del complejo de iniciación, impiden el inicio de la síntesis y provocan también una lectura errónea del ARNm.
Los aminoglucósidos tienen un efecto bactericida dependiente de su concentración y poseen un importante efecto postantibiótico21, es decir que una breve exposición de la bacteria a estos compuestos induce una supresión de su crecimiento, aun cuando el antimicrobiano no alcance ya concentraciones que inhiban o maten al microorganismo. Son activos frente a un amplio número de especies bacterianas, especialmente frente a microorganismos gramnegativos aerobios.
Inhibidores de la fijación del aminoacil-ARNt al ribososma
Una vez iniciada la síntesis proteica, el proceso continúa con la incorporación de nuevos aminoácidos al locus A, donde reconocerán los codones internos del ARNm a través de los nucleótidos complementarios del ARNt que porta el aminoácido. Esta fase se ve bloqueada por antibióticos bacteriostáticos como las tetraciclinas y sus derivadas, las glicilciclinas.
Tetraciclinas
Son moléculas naturales o semisintéticas con un núcleo hidronaftaceno, que contiene cuatro anillos fundidos al que se pueden unir distintos radicales que darán lugar a las diferentes tetraciclinas. Penetran en el citoplasma bacteriano por un proceso dependiente de energía y se unen de forma reversible a la subunidad 30S del ribosoma (proteínas S7, S14, S19), bloqueando el acceso de los complejos aminoacil-ARN-t, e impidiendo la continuación de la síntesis proteica22. Estos compuestos pueden también unirse (aunque menos selectivamente) a los ribosomas 80S de las células humanas y efectuar la misma acción; sin embargo, carecen de los medios de transporte específicos de la membrana bacteriana.
El compuesto más usado es la doxiciclina, y en España también están disponibles minociclina, oxitetraciclina y tetraciclina.
Son el mejor ejemplo de lo que se denomina antibióticos de amplio espectro, con actividad tanto para grampositivos como frente a gramnegativos, pero esta actividad depende de los grados de resistencia observados en cada especie, que son muy variables. Son también activas frente a micobacterias atípicas, rickettsias, micoplasmas, clamidias, espiroquetas, Coxiella burnetii y algunos protozoos.
Glicilciclinas
Son compuestos sintéticos derivados de las tetraciclinas, de las cuales está comercializada la tigeciclina, un derivado de la minociclina. Poseen el mismo mecanismo de acción aunque se unen al ribosoma con una afinidad 5 veces superior que la minociclina23. Además, las glicilciclinas se fijan a la membrana citoplásmica y alteran su permeabilidad.
La tigeciclina posee el amplio espectro propio de las tetraciclinas, pero es más potente e incluso activa contra bacterias con modificaciones ribosómicas resistentes a las mismas, incluyendo enterococos resistentes a glucopéptidos, S. aureus resistente a meticilina, S. pneumoniae multirresistentes y diversas bacterias gramnegativas resistentes a otros compuestos.
Inhibidores de la elongación
Una vez que el ARNt que porta un aminoácido se ha fijado al locus A, el centro peptidiltransferasa, situado en la subunidad 50S, cataliza la unión entre el aminoácido incorporado y el último aminoácido del péptido en formación (locus P), proceso denominado transpeptidación, que puede estar bloqueado por el cloranfenicol y las lincosamidas.
Una vez formado el enlace peptídico, el ARNt fijado al locus P se libera y se separa de su aminoácido correspondiente, quedando libre el locus P. Seguidamente se produce la translocación del peptidil-ARNt del locus A al locus P, desplazándose la subunidad 30S un codón a lo largo del ARNm. De esta manera queda libre el locus A, y preparado para recibir un nuevo ARNt con su correspondiente aminoácido. Este proceso, que conlleva gasto de energía, requiere la participación clave del factor de elongación G, que puede estar bloqueado por el ácido fusídico. El péptido en formación va pasando a través de un canal peptídico en la subunidad 50S y emerge por la parte posterior del ribosoma, y este proceso puede estar bloqueado por los antibióticos del grupo MLSB (macrólidos, lincosamidas y estreptograminas del grupo B) y por los cetólidos. La mayoría de los aminoglucósidos también ejercen su acción interfiriendo con la fase de elongación peptídica.
Todos los antimicrobianos que inhiben la transpeptidación y la translocación actúan sobre la subunidad ribosómica 50S.
Anfenicoles
El cloranfenicol y su derivado, el tiamfenicol, son antibióticos bacteriostáticos que bloquean la síntesis proteica bacteriana uniéndose reversiblemente a la proteína L16 localizada en la subunidad 50S. Esta proteína es la que media la fijación del ARNt a la enzima peptidiltransferasa, y por tanto, su bloqueo por el cloranfenicol evita la formación de los enlaces peptídicos.
Tiene un amplio espectro de actividad contra microorganismos grampositivos, gramnegativos y anaerobios. Su espectro incluye a neisserias, Haemophilus spp, clamidias, rickettsias, micoplasmas y espiroquetas.
Lincosamidas
La principal lincosamida es clindamicina, un derivado semisintético de la lincomicina, que es un aminoácido unido a un aminoazúcar. Generalmente bacteriostáticos, pueden ser bactericidas dependiendo de su concentración y del microorganismo considerado.
Actúa inhibiendo la síntesis proteica tras unirse reversiblemente a la subunidad 50S del ribosoma, en un lugar próximo al del cloranfenicol o los macrólidos, impidiendo la acción de la peptidiltransferasa24.
Es activa frente a bacterias grampositivas, excepto enterococos y microorganismos anaerobios, incluido el grupo de B. fragilis. También es activa frente a algunos protozoos como Plasmodium spp. o Toxoplasma gondii. Al igual que los macrólidos y las estreptograminas, no son activas frente a enterobacterias, Pseudomonas spp. u otros gramnegativos aerobios, probablemente porque no pueden atravesar la pared bacteriana.
Macrólidos y cetólidos
Forman un grupo de antimicrobianos que se caracteriza por la presencia de un anillo lactónico macrocíclico al que unen uno o varios azúcares. La eritromicina fue el primer macrólido utilizado en clínica, a partir del cual se introdujeron modificaciones en su estructura química que dieron lugar a derivados semisintéticos con mejores propiedades farmacocinéticas aunque, salvo excepciones, no presentaban mejorías en su actividad antimicrobiana. Dependiendo del número de elementos contenidos en el anillo, se clasifican en: macrólidos de 14 átomos de carbono como eritromicina, claritromicina, roxitromicina. etc.; macrólidos de 15 átomos de carbono como la azitromicina, en la que se incorpora un átomo de nitrógenos entre los carbonos 9 y 10 que da lugar a una estructura nueva conocida como azálido; macrólidos de 16 átomos de carbono como espiramicina, josamicina, midecamicina, etc. Los cetólidos, como la telitromicina, son un grupo nuevo de antibióticos derivados de la eritomicina, en los que el azúcar unido al carbono 3 se sustituye con un grupo cetónico.
Se unen de forma reversible al dominio V del centro peptidiltransferasa, en el ARNr 23S de la subunidad 50S del ribosoma, interfiriendo así el proceso de elongación de la síntesis proteica. Además los cetólidos interacciona también con el dominio II del ARNr 23S por lo que la afinidad de los cetólidos por el ribosoma es mucho mayor que el resto de los macrólidos. Estos lugares de unión se sitúan en el orificio de entrada al túnel ribosómico por donde sale la proteína en formación, de manera que al unirse los macrólidos o los cetólidos, se bloquea este canal, impidiendo estéricamente el crecimiento del péptido25. También se ha descrito en los cetólidos, una inhibición de la formación de los ribosomas 50S al evitar el ensamblaje de los ARNr 5S y 23S con las riboproteínas, con lo que se impide el inicio de la síntesis26.
Son generalmente considerados como bacteriostáticos, aunque a altas concentraciones y con un bajo inóculo pueden mostrar acción bactericida especialmente en Streptococcus spp.
Son activos frente a bacterias grampositivas (incluyendo actinomicetos e incluso micobacterias), Bordetella pertussis, Haemophilus ducreyi, Moraxella spp, Neisseria spp., Campylobacter spp., Helicobacter pylori (claritromicina), treponemas, borrelias, Legionella spp., micoplasmas, clamidias y ricketsias. La azitromicina es algo menos activa que la eritromicina frente a microorganismos grampositivos, pero es más activa frente a gramnegativos. Apenas son activos frente a enterobacterias y P. aeruginosa, aunque parecen ser útiles (sobre todo, azitromicina) para el tratamiento de infecciones respiratorias crónicas por P. aeruginosa, tal vez por propiedades antiinflamatorias o inmunomoduladores o por inhibición de la síntesis de alginato, componente de los biofilms.
Estreptograminas
También llamadas sinerginas, forman un grupo de antimicrobianos con un estructura compleja constituida por una macrolactona (estreptogramina grupo A) y un polipéptido cíclico (estreptogramina grupo B)27. Ambos compuestos actúan sinérgicamente de forma bactericida, bloqueando la acción de la peptidiltransferasa en diferentes puntos. Su principal representante es la asociación quinupristina-dalfopristina en proporción 3:7, con actividad fundamentalmente frente a bacterias grampositivas (excepto E. faecalis) y también frente a algunas bacterias fastidiosas (Moraxella spp., Neisseria spp., Mycoplasma spp., L. pneumophila) y algunos anaerobios (Prevotella y Porphyromonas spp.). Las estreptograminas A (dalfopristina) se unen al ARNr 23S (subunidad 50S), y modifican la estructura terciaria de ciertas proteínas ribosómicas, de manera que aumenta la afinidad por las estreptograminas del grupo B (quinupristina). Este hecho explica su acción bactericida cuando actúan juntos, ya que por separado son sólo bacteriostáticos.
Ácido fusídico
Es un antibiótico de estructura esteroide que se une al complejo causante de la translocación formado por el factor de elongación G, GDP y el ribosoma. Al unirse al complejo, lo estabiliza e impide la liberación del factor de elongación G para una nueva translocación.
Puede comportarse como bacteriostático o bactericida según la concentración y el microorganismo. Es de espectro reducido a los microorganismos grampositivos como S. aureus, S. epidermidis, Clostridium spp. y Corynebacterium spp., aunque también puede ser activo frente a meningococos, gonococos y algunos protozoos como Giardia lamblia y Plasmodium falciparum.
Antibióticos que actúan en el metabolismo o la estructura de los ácidos nucleicos
El genoma bacteriano contiene información para la síntesis de proteínas que se transmite a través del ARN mensajero producido a partir del molde de ADN (transcripción), y para la síntesis de ARN ribosómico que formará parte de los ribosomas bacterianos. La información del ADN debe duplicarse (replicación) cuando la bacteria se divide, para transmitir esta información a la descendencia. La replicación y la transcripción del ADN se realizan en varias fases con la participación de diferentes enzimas y sustratos, además del ADN molde, que constituyen dianas para la acción de diversos antibióticos.
Dentro de este grupo incluimos las rifamicinas y las quinolonas que actúan en enzimas que participan en los procesos de transcripción y replicación, y los nitroimidazoles y nitrofuranos que actúan directamente sobre el ADN, dañándolo. Por lo general, los antibióticos de este grupo no son particularmente selectivos en su acción y comportan cierta toxicidad para las células eucarióticas. La mayoría de los antibióticos que actúan sobre el ADN son bactericidas rápidos y normalmente independientes del inóculo y de la fase de crecimiento bacteriano.
Rifamicinas
Inhiben la síntesis de ARN ribosómico y mensajero al bloquear la subunidad beta de la ARN polimerasa ADN-dependiente bacteriana codificada por el gen rpoB28. Impide el inicio del proceso de transcripción, pero carece de efecto antimicrobiano si la transcripción ya se ha iniciado.
La rifampicina, derivado semisintético de la rifamicina B, es el antibiótico representativo de este grupo y tiene actividad bactericida frente a microorganismos grampositivos, Neisseria spp., Chlamydia spp. y Mycobacterium spp.
Quinolonas
El cromosoma bacteriano está constituido por una doble cadena de ADN que es 1.000 veces más largo que la propia bacteria, por lo que se encuentra muy plegado sobre sí mismo en una forma superenrollada. Esta configuración no es accesible para que pueda realizarse la replicación y transcripción del ADN bacteriano, por lo que debe desenrollarse. Las topoisomerasas son las enzimas encargadas del superenrollamiento y desenrollamiento del ADN, así como del corte, unión y separación de las hebras de ADN, necesarias para los procesos de síntesis de ADN y de partición del cromosoma a las células hijas cuando la bacteria se divide. Las quinolonas ejercen su acción bloqueando las topoisomerasas II (ADN-girasa) y IV29. Ambas son enzimas tetraméricas compuestas por dos subunidades A y 2 subunidades B, codificadas respectivamente por los genes gyrA y gyrB en el caso de la ADN-girasa, y parC y parE en el caso de la topoisomerasa IV. Las topoisomerasas se acoplan al ADN, provocan un pequeño corte en las hebras de ADN que posteriormente es reparado, y quedan de nuevo libres. Las fluoroquinolonas, se unen al ADN roto y a la topoisomerasa formando un complejo ternario quinolona-ADN-topoisomerasa de forma irreversible, impidiendo que el proceso de transcripción o replicación continúen.
Su acción en las topoisomerasas no explica por sí sola su potente acción bactericida, sino que se debe a fenómenos secundarios mal conocidos30, entre los que la activación del sistema de reparación de mutaciones SOS parece desempeñar un papel importante.
Las quinolonas constituyen en la actualidad, junto a los β-lactámicos, los antibióticos de mayor uso. De forma semejante a lo que ocurre con las cefalosporinas, las quinolonas se han clasificado en generaciones, atendiendo a su espectro de actividad y propiedades farmacocinéticas. Las quinolonas de primera generación (ácido nalidíxico) tienen un espectro limitado a bacilos gramnegativos y sólo se utilizan para infecciones de tracto urinario. La introducción de un átomo de flúor ha permitido la síntesis de nuevas generaciones (fluoroquinolonas) con mejor actividad farmacocinética. Las de segunda generación (norfloxacino) son mucho más activas frente a gramnegativos, tienen alguna actividad frente a grampositivos, pero no frente a anaerobios. Las de tercera generación (ciprofloxacino, levofloxacino) tienen mejor actividad frente a grampositivos y organismos fastidiosos y por sus propiedades farmacocinéticas permiten su empleo sistémico. Finalmente, las de cuarta generación (moxifloxacino, gemifloxacino) son muy activas frente a grampositivos y tienen una buena actividad antianaerobia.
Nitroimidazoles
Amplio grupo de compuestos de los cuales metronidazol, tinidazol y ornidazol son los más conocidos. Estos antibióticos penetran fácilmente en el citoplasma por difusión pasiva y allí el grupo NO2 del anillo imidazólico, que se comporta como aceptor de electrones, se reduce por nitroreductasas bacterianas del metabolismo anaerobio, liberándose radicales nitritos que dañan el ADN por oxidación. Tienen actividad frente a Clostridium spp., microorganismos gramnegativos anaerobios y microorganismos microaerofílicos (Helicobacter pylori, Campylobacter spp., Gardnerella vaginalis) y protozoos (tricomonas, giardias, amebas, Balantidium coli).
Nitrofuranos
La nitrofurantoína es el antibiótico representativo de este grupo y se usa como antiséptico urinario. Al igual que los nitroimidazoles, estos compuestos se reducen en el citoplasma bacteriano para generar derivados tóxicos que dañan el ADN por un mecanismo no bien conocido. También parecen interferir con la síntesis proteica bacteriana al unirse al ribosoma 30S bloqueando el reconocimiento del codón-anticodón.
Bloqueo de la síntesis de factores metabólicos
Para obtener determinados elementos esenciales como los aminoácidos o las bases púricas y pirimidínicas de los nucleótidos, se requiere la síntesis de folatos, que algunas bacterias son incapaces de obtener del medio, a diferencia de las células eucariotas. La síntesis de ácido tetrahidrofólico se obtiene a partir de una molécula de pteridina y de ácido paraaminobenzoico (PABA), y mediante la enzima dihidropteroatosintetasa se forma el ácido dihidropteroico. Posteriormente, por adición de ácido glutámico se forma el ácido dihidrofólico (ácido fólico), que reducido por la dihidrofolato reductasa forma el ácido tetrahidrofólico (ácido folínico).
Sulfamidas, diaminopirimidinas
Las sulfamidas son análogos del ácido paraaminobenzoico, y por tanto, compiten por la enzima dihidropteroatosintetasa, impidiendo así la formación de ácido dihidropteroico, precursor del ácido fólico. Estos antibióticos no afectan a las células humanas, que obtienen ácido fólico de la dieta. De este grupo se usa en clínica, sulfametoxazol (asociado a trimetoprima), sulfisoxazol, suladiazina, sulfacetamida, etc.
Las diaminopirimidinas, como la trimetoprima y la pirimetamina, compiten por la enzima dihidrofolatoreductasa que cataliza la conversión de ácido dihidrofólico en ácido tetrahidrofólico. El trimetoprima tiene mucha menos afinidad por la dihidrofolatoreductasa humana, que, sin embargo, puede llegar a afectarse con dosis altas o en pacientes con alteraciones hemáticas preexistentes.
El cotrimoxazol31 es la combinación de trimetoprima y sulfametoxazol en proporción 1:5, y por tanto, actúa en dos etapas de la síntesis de ácido folínico, pudiendo llegar a tener efecto bactericida por la sinergia ente sus 2 componentes.
Otras combinaciones utilizadas son las formadas por pirimetamina y sulfadiazina para el tratamiento de toxoplasmosis, o pirimetamina y sulfadoxina para el paludismo.
Autor para correspondencia.
Luis Martínez-Martínez
Dirección: lmartinez@humv.es



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Perianal Swabs Detect 80% of Multidrug-Resistant Gram-Negative Infections

Alice Goodman

September 13, 2010 (Boston, Massachusetts) — Perianal swabs failed to detect 1 in 5 cases of multidrug-resistant Gram-negative (MDRGN) bacteria in hospitalized patients with a newly identified MDRGN culture.
Researchers were not able to identify patient factors or types of care that could predict failure of the swab to identify MDRGN bacteria in this study, which was conducted in hospitalized patients known to be infected with MDRGN bacteria. The results were presented here at the 50th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy. A reliable method of detecting MDRGN bacteria in infected but asymptomatic patients has the potential to prevent the spread of MDRGN infection, the authors pointed out.
"We used these swabs in patients who were positive for MDRGN bacteria and we anticipated that we would detect MDRGN bacteria in 100%. Our study suggests that the ability to detect MDRGN bacteria among the generalized hospitalized population may be limited," said lead author Graham M. Snyder, MD, a fellow at Beth Israel Deaconess Hospital in Boston, Massachusetts. Erika D'Agata, MD, and Lara Venkataraman, PhD, also from Beth Israel Deaconess Hospital, were coauthors.
"Future research should be aimed at more accurate methods of surveillance than the swab used in our study and investigate whether there are groups of patients for whom the swab may be more accurate," Dr. Snyder added.
This study used standard agar plates infiltrated with ciprofloxacin or ceftazidime to screen for MDRGN bacteria. Other methods include PCR-based tests for carbapenemase-producing organisms and CHROMagar, he said. Perianal swabs were used because they are easy to perform and more comfortable than full rectal swabs, Dr. Snyder said. In addition to the rectum, potential sites for swabs include the groin, stool, wound, and perineum.
Thirty-five patients agreed to participate in the study, 3 of whom harbored 2 different species of MDRNG bacteria, for a total of 38 distinct MDRNG-patient pairs. The surveillance swab correctly identified 30 of the 38 (78.9%) MDRGN bacteria from clinical isolates. The perianal skin swab identified 1 or both MDRNG clinical isolates in 29 (82.9%) of the 35 patients.
Dr. Snyder gave some potential explanations for the findings. "Failure to detect 20% of MDRNG bacteria could be related to a time lag between identification of the organism initially and using a perianal swab. Or perhaps other sites were colonized and we didn't use a swab on those sites. It is also possible that our methods [microbiological plates] may not have been sensitive enough," he suggested.
"In the big picture, we need to carefully consider the methods we use for active surveillance. We need to think about the site of the swab and the methods we use," Dr. Snyder told Medscape Medical News.
More Optimistic View of Study
"I was impressed by the sensitivity of Dr. Snyder's method, which was around 80% in this study. The study consisted of patients already on antibiotics, which would theoretically have decreased the sensitivity of surveillance swabs to detect the organisms," said Mary-Claire Roghmann, MD, from the University of Maryland in Baltimore.
Dr. Roghmann told Medscape Medical News that she thought that the method of perianal swab testing could have higher sensitivity if performed prior to treatment with antibiotics, as occurred in this study.
"Based on this study, I actually think that the use of perianal swabs is promising," she stated.
Dr. Snyder and Dr. Roghmann have disclosed no relevant financial relationships.
50th Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC): Abstract K-317. Presented September 12, 2010.